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Vida media y tasa de producción de los canales iónicos

Vida media y tasa de producción de los canales iónicos



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Hay "no millones, ni unos pocos cientos ... en algún lugar intermedio (algunas decenas de miles)" de canales iónicos en una neurona.

Dado el número de canales iónicos por neurona, conocer la vida media de los canales iónicos permite calcular la tasa de producción de los canales iónicos y viceversa.

Estoy buscando estimaciones de la vida media tpica de los canales iónicos, de alguna manera así: "no años, no segundos ... en algún punto intermedio" pero con mejores límites superior e inferior: meses, semanas, ... minutos, horas.

Alternativamente: estimaciones de tasas de producción: "ni miles por segundo, ni una por segundo ... en algún punto intermedio".

[Sé que todos los números (número de canales iónicos, tasas de producción, semividas efectivas) pueden cambiar con el tiempo para una neurona determinada; esto puede tener que ver con la potenciación a largo plazo. Entonces, estoy hablando de neuronas en estado estable durante un período en el que no tiene lugar una potenciación a largo plazo. Pero supongo que esto no cambiará las estimaciones aproximadas que pedí demasiado.]


La velocidad varía con los canales y las subunidades de los canales, y también se puede distinguir entre la vida media de la membrana y la vida media de degradación, porque los canales se pueden ciclar bidireccionalmente entre la membrana plasmática y las membranas internas como el RE. Para muchos (probablemente todos los canales) estos procesos están bajo el control de la fosforilación y / o ubicuinación.

Sin embargo, para una estimación aproximada de la magnitud, la ventana de tiempo relevante es de horas a días. Incluiré un par de referencias a continuación para respaldar este período de tiempo.

Referencias


Bedford, F. K., Kittler, J. T., Muller, E., Thomas, P., Uren, J. M., Merlo, D.,… y Moss, S. J. (2001). El número de superficie celular del receptor GABAA y la estabilidad de la subunidad están regulados por la proteína similar a la ubiquitina Plic-1. Neurociencia de la naturaleza, 4 (9), 908-916.

Colley, B. S., Biju, K. C., Visegrady, A., Campbell, S. y Fadool, D. A. (2007). La cinasa del receptor de neurotrofina B aumenta la vida media del canal iónico y la expresión superficial del miembro de la subfamilia Kv 1.3 (Kv1. 3). Neurociencia, 144 (2), 531-546.

Huh, K. H. y Wenthold, R. J. (1999). El análisis de rotación de los receptores de glutamato identifica un conjunto rápidamente degradado de la subunidad del receptor de N-metil-D-aspartato, NR1, en células granulares cerebelosas cultivadas. Revista de química biológica, 274 (1), 151-157.


Canales iónicos, síndrome de QT largo y arritmogénesis en el envejecimiento

El envejecimiento se asocia con una mayor prevalencia de arritmias auriculares y ventriculares, lo que refleja la interrupción de la secuencia normal de activación e inactivación del canal iónico que genera el potencial de acción cardíaco propagado. Los modelos experimentales con modificaciones genéticas de canales de iones específicos han ayudado a aclarar las funciones funcionales de interacción de los canales de iones y cómo su desregulación contribuye a los procesos arritmogénicos a nivel celular y de sistemas. También han investigado las interacciones entre estas anomalías de los canales iónicos y los procesos relacionados con la edad en la producción de tendencia arrítmica. Las revisiones anteriores han explorado las relaciones entre la edad y la pérdida de función Nav 1.5 mutaciones en la producción de arritmogenicidad. La presente revisión ahora explora las relaciones complementarias que surgen de la ganancia de función Nav 1.5 mutaciones asociadas con QT3 largo (LQTS3). Los pacientes con SQTL3 muestran un mayor riesgo de arritmias ventriculares potencialmente mortales, particularmente después de los 40 años de edad, en consonancia con tales interacciones entre las anomalías del canal iónico y el envejecimiento. A su vez, la evidencia clínica sugiere que el envejecimiento se acompaña de cambios estructurales, particularmente fibróticos, así como electrofisiológicos. Estas anomalías pueden resultar de cambios bioquímicos que producen una inflamación de bajo grado como resultado de una mayor producción de especies reactivas de oxígeno y superóxido. Los estudios experimentales ofrecen más información sobre los mecanismos subyacentes que subyacen a estos fenotipos. Por lo tanto, los estudios en modelos murinos modificados genéticamente para SQTL implicaron procesos de recuperación del potencial de acción en la arritmogénesis resultante de anomalías funcionales del canal iónico. Además, los modelos murinos de envejecimiento de tipo salvaje (WT) demostraron tanto alteraciones del canal iónico como cambios fibróticos con el envejecimiento. Luego, los modelos murinos sugirieron evidencia de interacciones entre el envejecimiento y las mutaciones de los canales iónicos y proporcionaron información sobre los posibles mecanismos arrítmicos que invitan a la exploración futura.

Palabras clave: envejecimiento arritmia cardiaca cambio fibrótico síndrome de QT largo modelos murinos canal de sodio.

© 2017 Los Autores. Farmacología y fisiología clínica y experimental Publicado por John Wiley & Sons Australia, Ltd. © 2017 Los autores. Farmacología y fisiología clínica y experimental Publicado por John Wiley & Sons Australia, Ltd.


Estructura

El túbulo contorneado proximal (PCT) tiene una alta capacidad para reabsorción por lo tanto, tiene características especializadas para ayudar con esto. Está revestido con células epiteliales cuboidales simples que tienen un borde en cepillo para aumentar el área de superficie en el lado apical. Las células epiteliales tienen grandes cantidades de mitocondrias presentes para apoyar los procesos involucrados en el transporte de iones y sustancias.

Además, también tienen una gran cantidad de canales tanto en el apical y basolateral membrana que proporciona una gran superficie para que se produzca el transporte de iones y otras sustancias.

El túbulo proximal se puede dividir en pars convoluta y pars recta. La pars convolute reside en la corteza renal y se puede dividir en 2 segmentos S1 (segmento 1) y la parte proximal de S2. La pars recta es un segmento recto presente en la médula externa. Constituye la parte distal de S2 y S3.

Fig 1.0 - Histología de la nefrona. Se muestran las siguientes estructuras: 1 (Glomérulo), 2 (PCT) y 3 (DCT).


Toxinas animales

La maurocalcina es un vector de CPP estable en vivo

Los péptidos de veneno han sido diseñados por la naturaleza para ser estables tras la inyección. en vivo. Lo más probable es que el puente de disulfuro y el pliegue compacto sean también una ventaja a ese respecto. Hemos investigado esta cuestión en el caso de la maurocalcina. Se sintetizó un primer análogo, tyr-maurocalcina, y se yodo con 125 I en el residuo de tirosina N-terminal extra. A continuación, el péptido se incubó con sangre de ratón y su estabilidad se siguió con el tiempo mediante HPLC. Como se muestra en la Figura 3, el análogo de maurocalcina plegado con sus puentes disulfuro tiene una excelente estabilidad sanguínea porque un tercio del péptido todavía no se degrada después de 24 horas de incubación. Un único metabolito es evidente, lo que sugiere que la maurocalcina se puede optimizar aún más en términos de en vivo estabilidad. Se realizó el mismo tipo de experimento con un análogo similar pero en el que todos los residuos de cisteína fueron reemplazados por residuos de ácido 2-aminobutírico isostérico. Tal péptido carece de puentes disulfuro y también de estructuras secundarias. En ese caso, encontramos que el péptido tiene una estabilidad reducida dos veces y también que también están presentes más metabolitos (no se muestra). Este estudio ilustra que los puentes disulfuro aportan una ventaja competitiva significativa en términos de estabilidad de péptidos. en vivo. Por ejemplo, Tat, un CPP que carece de puentes disulfuro, se degrada rápidamente incluso en el medio de cultivo extracelular de células epiteliales.

FIGURA 3 . Perfil de elución por HPLC del análogo yodado de Tyr-maurocalcina en función del tiempo de incubación en sangre de ratones. El péptido se añadió a una concentración de 1 mCi por mililitro de sangre y se incubó a 37ºC. El perfil de HPLC es de la fracción de plasma libre de proteínas. La vida media de la maurocalcina supera las 9 horas en estas condiciones.


CANALES CÍCLICOS DE IONES COMPORTADOS POR NUCLEÓTIDOS 14 y 16 promueven la tolerancia al calor y al enfriamiento en el arroz

Se ha postulado que la señalización del calcio es fundamental para la tolerancia al calor y al frío en las plantas, pero sus mecanismos moleculares no se comprenden completamente. Aquí, investigamos la función de dos proteínas del canal iónico controlado por nucleótidos cíclicos (CNGC) estrechamente relacionadas, OsCNGC14 y OsCNGC16, en la tolerancia al estrés por temperatura en el arroz (Oryza sativa) examinando sus mutantes con pérdida de función generados por la edición del genoma. Tanto bajo estrés por calor como por frío, tanto el cngc14 y cngc16 los mutantes mostraron tasas de supervivencia reducidas, niveles más altos de acumulación de peróxido de hidrógeno y un aumento de la muerte celular. En el cngc16 mutante, la medida en que algunos genes fueron inducidos y reprimidos en respuesta al estrés por calor se alteró y algunos Factor de choque térmico (HSF) y Proteína de choque térmico (HSP) los genes fueron ligeramente más inducidos en comparación con el tipo salvaje. Además, la pérdida de cualquiera OsCNGC14 o OsCNGC16 señales de calcio citosólico reducidas o abolidas inducidas por estrés por calor o frío. Por lo tanto, OsCNGC14 y OsCNGC16 son necesarios para la tolerancia al calor y al frío y son moduladores de las señales de calcio en respuesta al estrés por temperatura. Además, pérdida de sus homólogos AtCNGC2 y AtCNGC4 en ArabidopsisArabidopsis thaliana) también condujo a una tolerancia comprometida a las bajas temperaturas. Por tanto, este estudio indica un papel fundamental de CNGC genes tanto en la tolerancia al frío como al calor en las plantas, lo que sugiere una posible superposición en la señalización del calcio en respuesta al estrés por altas y bajas temperaturas.

© 2020 Sociedad Estadounidense de Biólogos Vegetales. Reservados todos los derechos.

Cifras

Mutantes de OsCNGC14 y OsCNGC16…

Mutantes de OsCNGC14 y OsCNGC16 generado por tecnología CRISPR / Cas9. Diagrama de la genómica ...

Mutantes de OsCNGC14 y OsCNGC16…

Mutantes de OsCNGC14 y OsCNGC16 son sensibles al calor en la etapa de plántula. A, morfológico ...

Cambios de Ca 2+ citosólico inducidos por el calor ...

Cambios de Ca 2+ citosólico inducidos por calor en las células de guarda de cngc14 y cngc16 mutantes ...

Análisis de RNA-Seq del cngc16…

Análisis de RNA-Seq del cngc16 mutante. A y B, diagramas de Venn de calor inducido ...

Mutantes de OsCNGC14 y OsCNGC16…

Mutantes de OsCNGC14 y OsCNGC16 son susceptibles al frío en la etapa de plántula. A, morfológico ...

Cambios de Ca 2+ citosólico inducidos por el frío ...

Cambios en el Ca 2+ citosólico inducidos por el frío en las células cngc14 y cngc16 mutantes ...

Mutantes de Arabidopsis de AtCNGC2 y…

Mutantes de Arabidopsis de AtCNGC2 y AtCNGC4 son susceptibles al frío y al congelamiento. A y ...


Introducción a la ciencia vegetal forense

Jane H. Bock, David O. Norris, en Ciencias de las plantas forenses, 2016

3.1.2.2 Aconitina

Aconitina (Figura 1.9 (B)) es producido por las 250 especies de Aconitum comunmente llamado acónito (Figura 1.10). Todas las partes de estas plantas son extremadamente tóxicas, especialmente las raíces.

Figura 1.10. Acónito, Aconitum variegatum.

Aconitum variegatum, Härtsfeld, Alemania, cortesía de Bernd Haynold, disponible en http://commons.wikimedia.org/wiki/File:Aconitum_variegatum_110807f.jpg .

Además de su uso en medicinas antiguas, se utilizó para fabricar flechas envenenadas para la caza (chinos, ainu japoneses, aleutianos) y para la guerra (chinos).

La aconitina abre eficazmente los canales de sodio para que los músculos y las neuronas no se puedan repolarizar. Por tanto, la aconitina puede producir arritmia ventricular del corazón que conduce a la muerte. También puede atravesar la barrera hematoencefálica y producir efectos neuronales. Uno de los primeros usos de Aconitum extractos en Europa era matar lobos, de ahí que otro de los muchos nombres comunes de las plantas sea perdición del lobo. La dosis letal para los seres humanos es de 32 mg / kg de peso corporal. Sorprendentemente, las orugas de numerosas especies de polillas se alimentan de esta planta a pesar de su toxicidad para muchos otros animales. La dosis oral más baja reportada para matar a un ser humano es de solo 29 μg / kg de peso corporal (100 veces más letal que la estricnina).

Según se informa, Cleopatra usó aconitina para envenenar a su hermano (y esposo) Ptolomeo XIV para poder reemplazarlo con su hijo (http://en.wikipedia.org/wiki/Aconitum). Un joven y prometedor actor de cine y televisión canadiense, Andre Noble, murió después de consumir la condición de acónito durante una caminata en Terranova (Gallagher, 2004). En 2009, el británico “Curry Killer”, Lakhvir Singh, asesinó a su amante dándole un plato de curry mezclado con aconitina (BBC, 2010).


INTRODUCCIÓN

La fibrosis quística es un trastorno genético del canal y la proteína reguladora del regulador de la conductancia transmembrana de la fibrosis quística (CFTR). Una característica importante del CFTR de mamíferos (Aleksandrov et al., 2007) y killifish (Singer et al., 1998) es su activación vía AMP cíclico (cAMP) y proteína quinasa A (PKA), una vía que termina con la fosforilación de residuos de serina y treonina en el dominio regulador (R) de la proteína CFTR, exón 13, nominalmente residuos de aminoácidos 590-831 (revisado por Dahan et al. ., 2001 Aleksandrov et al., 2007). En las secuencias de CFTR humanas y de peces muertos hay aproximadamente 20 sitios de PKA y proteína quinasa C (PKC) en el dominio R. La enfermedad de la fibrosis quística a menudo surge de mutaciones que interfieren con el tráfico del producto CFTR hacia la membrana plasmática, de las cuales la deleción delta F508 es la más común (Aleksandrov et al., 2007). La enfermedad progresa a menudo a una infección pulmonar crónica, lesiones quísticas y finalmente la muerte. Hay otro tipo de manifestación de la enfermedad algo más rara y menos grave, que implica la inserción normal de la proteína CFTR en la membrana plasmática, pero que sigue funcionando de forma anormal debido a que el canal iónico no se activa por completo. Esta forma puede resultar de una fosforilación inadecuada del dominio regulador para la activación del canal. El impedimento de la activación mediada por AMPc sugiere que esta forma implica una vía de activación de fosforilación.

Los peces teleósteos poseen CFTR en la membrana apical de las células transportadoras de sal (MR) ricas en mitocondrias en las branquias y la membrana opercular, que son responsables de la secreción de sal y la aclimatación exitosa de los peces marinos al agua de mar y también de la aclimatación de especies resistentes de eurihalina, como Fundulus heteroclitus (Griffith, 1974 Hoffmann et al., 2002 Zadunaisky et al., 1995), a condiciones hipersalinas. El CFTR se ha clonado y secuenciado a partir de branquias de killifish y es un homólogo divergente de la versión de mamífero del gen (Singer et al., 1998). La falta de otros canales aniónicos identificables y la insensibilidad de la secreción de cloruro al DIDS estilbeno disulfónico apuntan a CFTR como el canal aniónico activado por AMPc de las células MR en peces teleósteos (Marshall et al., 1995). El canal es activado por AMPc y PKA (Marshall et al., 1995 Singer et al., 1998), como ocurre con los sistemas de mamíferos (Aleksandrov et al., 2007). La mayoría de los sitios de fosforilación de CFTR humanos y teleósteos se conservan, de modo que la regulación y activación de CFTR en teleósteos es en muchos aspectos similar a la de los mamíferos. Los teleósteos de eurihalina se distinguen por el hecho de que el CFTR, que generalmente se expresa de manera estática en los tejidos de los mamíferos, puede inducirse a aumentar la expresión mediante la simple transferencia del animal de la salinidad diluida al agua de mar o salinidades más altas (Singer et al., 1998 ). Por lo tanto, la regulación de la expresión de CFTR y su plasticidad se estudia fácilmente en el sistema de modelo de teleósteos. Además, el CFTR de teleósteos puede desactivarse y activarse rápidamente mediante la manipulación de neurotransmisores, hormonas y osmolalidad media. De esta forma, el teleósteo eurihalino F. heteroclitus, un modelo fisiológico y genómico de transporte de sal bien conocido y estudiado intensamente (Burnett et al., 2007), brinda una oportunidad única para estudiar la regulación de este canal iónico regulador clínicamente importante.

La regulación de CFTR ha sido bien estudiada, sin embargo, los medios por los cuales ocurre la fosforilación del dominio R aún no se comprenden bien (Alexsandrov et al., 2007). La fosforilación del dominio R es esencial para la activación de canales, y la unión de ATP en los dos dominios de unión de nucleótidos (NBD1 y 2) también es un requisito previo esencial. Hay un dominio de unión a PDZ (-DTRL) en el extremo carboxi de CFTR que se conserva de peces a humanos (Singer et al., 1998) y puede funcionar en la activación de canales así como en la inserción de membrana de CFTR (Li et al., 2005). ). CFTR también es ayudado por suero y quinasa activada por glucocorticoides (SGK1) en sistemas de mamíferos y en killis (Shaw et al., 2008 Sato et al., 2007). Aunque se han identificado complejos reguladores que involucran CFTR (Naren et al., 2003 Li et al., 2005), ninguno ha conectado CFTR con sistemas osmosensores o con activación de tirosina quinasa, sin embargo, existen sitios de tirosina quinasa en el dominio R de CFTR.

Por esta razón, nos embarcamos en estudios para examinar la viabilidad de que la fosforilación de tirosina del dominio regulador sea un medio de activación del canal CFTR. La quinasa de adhesión focal (FAK) es una tirosina quinasa no receptora que generalmente reside en adherencias focales (Tani et al., 1996), está asociada con la motilidad celular (Parsons, 2003) y el cáncer invasivo (Owens et al., 1995), posee una proteína 4.1, dominio ezrin-radixin-moesin (FERM) (Parsons, 2003) y puede fosforilarse en las tirosinas Y397, Y407, Y576, Y577, Y861 e Y925 (Parsons, 2003). La tirosina 407 y los residuos flanqueantes C-terminales inmediatos (Y407-T-M-P) se conservan entre las secuencias FAK de diversos vertebrados (Hanks y Polte, 1997). Sin embargo, la función de fosforilación de FAK Y407 sigue sin estar clara. En fibroblastos de mamíferos, la fosforilación de FAK en Y407 se asocia con inhibición por contacto (Lim et al., 2007). El choque hiperosmótico activa FAK, produciendo fosforilación en Y397 e Y577 en varias líneas celulares de mamíferos diferentes (Lunn y Rozengurt, 2004) y se cree que FAK regula las respuestas osmóticas (revisado por Hoffmann et al., 2009).

En estudios preliminares observamos que el CFTR está presente en la membrana apical de las células MR de agua de mar en una variedad de branquias y piel de peces teleósteos [mudskipper (Wilson et al., 2000) killifish (Marshall et al., 2002) Gobio hawaiano (McCormick et al., 2000) al., 2003) anguila europea (Wilson et al., 2004) y tilapia (Hiroi et al., 2005)]. En experimentos inmunocitoquímicos previos descubrimos una nueva asociación de CFTR y la tirosina quinasa FAK (Marshall et al., 2008). Usando anticuerpos específicos de fosforilación dirigidos a sitios de fosforilación de tirosina conservados en FAK, localizamos FAK pY407 y colocalizamos FAK pY576 con CFTR en las membranas apicales de las células MR (Marshall et al., 2008). Además, observamos que otros estímulos que inhiben la secreción de Cl - por las células MR también desfosforilan FAK pY407, evitando así la inmunotinción de FAK en pY407 (Marshall et al., 2008). Por tanto, existe una relación funcional potencial entre CFTR y FAK en la membrana apical de las células MR.

El presente estudio amplía estos experimentos preliminares para comenzar a revelar la relación entre la fosforilación de FAK y la activación de CFTR. Esto se hizo ampliando los hallazgos anteriores para incluir experimentos de microscopía electrónica de inmunotransmisión (TEM) para identificar su colocalización, relacionando experimentalmente la estimulación de membranas previamente inhibidas con la refosforilación de FAK (es decir, reversibilidad) y para establecer la fosforilación / activación de CFTR vía fosforilación de tirosina.


Laboratorio de Neurobiología y Biofísica Molecular

Roderick MacKinnon
John D. Rockefeller Jr. Profesor Investigador, HHMI

Los canales de iones catalizan la difusión de iones inorgánicos por sus gradientes electroquímicos a través de las membranas celulares. Debido a que los movimientos iónicos son pasivos, los canales iónicos parecerían ser sistemas físicos extraordinariamente simples, pero son responsables de la señalización eléctrica en las células vivas. Entre sus muchas funciones, los canales iónicos controlan el ritmo del corazón, regulan la secreción de hormonas en el torrente sanguíneo y generan los impulsos eléctricos subyacentes a la transferencia de información en el sistema nervioso. Mi investigación tiene como objetivo comprender los principios físicos y químicos que subyacen a la función de los canales de iones.

Representación de cinta del tetrámero de quimera de paleta Kv1.2-Kv 2.1 (PDB 2R9R, paleta del sensor de voltaje de color naranja y el resto del canal en marino, iones de K + mostrados como esferas verdes) visto desde el lado con la solución extracelular arriba.

Conducción de iones y selectividad

Los canales de iones, al igual que las enzimas, tienen sustratos específicos: los canales de potasio, sodio, calcio y cloruro permiten que solo los iones del mismo nombre se difundan a través de sus poros. La selectividad de iones se refiere a la capacidad de los canales para discriminar entre iones. Sin selectividad iónica, la producción de señales eléctricas en biología tal como la conocemos sería imposible. Mi laboratorio utilizó análisis mutacionales para mostrar que los canales de potasio son tetrámeros de subunidades idénticas y que los aminoácidos de "secuencia de firma" específicos son responsables de la selectividad del potasio. La secuencia de la firma se conserva en todos los canales de potasio de la naturaleza y forma una unidad estructural llamada filtro de selectividad.

Para comprender cómo el filtro de selectividad conduce los iones de potasio rápida y selectivamente, determinamos las estructuras de rayos X de numerosos canales de potasio, incluido el canal de potasio KcsA a una resolución superior a 2.0 & Aring. El filtro de selectividad es un segmento estrecho, de 12 y Aring de largo del poro que está revestido con átomos de oxígeno de carbonilo, como se muestra en la Figura 1. Estos átomos actúan como moléculas de agua sustitutas, lo que permite que los iones de potasio se desprendan de su capa de hidratación y entren en el poro. Demostramos que dos iones de potasio se unen en el filtro de selectividad a la vez, muy probablemente con una sola molécula de agua interpuesta. Los datos apoyan un mecanismo en el que la entrada de un tercer ión potasio en un lado del filtro se asocia con la salida concertada del ión potasio del lado opuesto, dando lugar a una conducción eficiente del ión potasio. La repulsión electrostática entre los iones dentro del filtro evita que los iones de potasio se unan con demasiada fuerza, lo que les permite conducir a una velocidad alta.

Hemos desarrollado métodos para la síntesis química y el plegamiento de un canal de potasio funcional en colaboración con Tom Muir (Universidad de Princeton). Usando estos métodos, sintetizamos canales de potasio con grupos químicos de cadena principal y de cadena lateral que no se encuentran en las proteínas naturales. La síntesis química de canales de potasio "no naturales" nos ha enseñado que una conformación específica del filtro de selectividad es importante para prevenir la conducción de sodio cuando los iones de potasio no están presentes en la solución. Cuando están presentes iones de potasio, evitan la conducción de sodio a través de la competencia por los sitios de unión.

Los canales y transportadores de cloruro median la conducción de iones de cloruro a través de las membranas celulares. Para comprender la química de la selectividad aniónica, determinamos las estructuras atómicas de dos miembros procarióticos y uno eucariótico de la familia de canales de cloruro CLC. Estas proteínas de transporte selectivas de aniones se basan en un plan arquitectónico completamente diferente al de los canales de potasio, pero, sin embargo, utilizan muchos de los mismos principios físicos básicos para catalizar el movimiento iónico selectivo a través de la membrana. Estos principios de movimiento selectivo de iones incluyen cargas orientadas en el extremo alfa helicoidal para estabilizar los iones dentro de la membrana y filtros de selectividad cortos que contienen múltiples iones en una cola para mediar la conducción, como se muestra en la Figura 2. eso explica cómo los transportadores CLC acoplan el contra transporte de 2 iones cloruro por protón único a través de la membrana celular.

Puerta de canal de iones

En los seres humanos, 78 genes únicos de los canales de potasio subyacen a un nivel impresionante de diversidad funcional. Los diferentes canales de potasio han desarrollado la capacidad de abrirse y ndash mediante un proceso llamado puerta y ndash en respuesta a diferentes fuerzas en su entorno. Ciertos canales de potasio están activados por la unión de iones de calcio, lípidos de membrana específicos o subunidades de proteína G. Otros responden a perturbaciones mecánicas de la membrana o cambios de voltaje a través de la membrana. Por lo tanto, los canales de potasio controlan el estado eléctrico de una célula a través de muchas vías diferentes.

Para comprender la base atómica de la compuerta de los canales de potasio, analizamos la función y determinamos las estructuras de varios miembros diferentes de la familia de los canales de potasio. MthK es un canal de potasio procariota dependiente del calcio, y el canal BK es un primo eucariota de MthK que regula el tono del músculo liso vascular y de las vías respiratorias en los mamíferos. A través de los estudios de estos canales, hemos comenzado a comprender cómo la energía libre de la unión del calcio se convierte en trabajo mecánico para abrir el poro.

Los canales rectificadores internos de potasio (Kir) controlan el voltaje de la membrana en reposo en muchas células neuronales y musculares. Recientemente, hemos determinado las estructuras atómicas para comprender cómo el lípido de señalización PIP2 regula la activación en Kir2 (un canal controlado por lípidos) y cómo las proteínas G regulan la activación en Kir3 (un canal controlado por la proteína G). En Kir2, cuando PIP2 se une al canal, hace que un gran dominio citoplásmico mueva 6 & Aring a una posición que abre el poro. En esencia, PIP2 sirve como Velcro molecular para unir dos componentes del canal, un requisito para abrir la vía de conducción. En Kir3, las subunidades de proteína G grandes (subunidades byg) se unen al canal en la interfaz intracelular donde el canal se encuentra con el interior de la célula y rsquos. Cuando las subunidades de la proteína G se unen, provocan una torsión de las hélices a que forman la puerta de los poros y comienzan a abrirla. La estructura de Kir3 con las subunidades de proteína G unidas completa una historia que comenzó en 1921, cuando Otto Loewi descubrió que la estimulación del nervio vago ralentiza la frecuencia cardíaca. En los experimentos de Loewi & rsquos, el neurotransmisor acetilcolina se liberó del nervio y activó un receptor acoplado a proteína G en las células del marcapasos cardíaco. Las proteínas G se unieron a Kir3 y lo abrieron, mediante un mecanismo revelado ahora en detalle atómico, para hiperpolarizar la membrana celular del marcapasos y disminuir la frecuencia cardíaca.

Probablemente la forma más difícil y fascinante de compuertas que hemos estudiado se llama compuerta dependiente de voltaje. Esta compuerta permite que las células "excitables" produzcan impulsos eléctricos llamados potenciales de acción: estos son la base de la contracción muscular y la función del sistema nervioso. Hemos determinado las estructuras de los canales de potasio (Kv) dependientes de voltaje tanto arqueobacterianos como eucariotas. En 2005, publicamos la estructura del canal Kv1.2 de rata, que fue la primera estructura de proteína de membrana eucariota recombinante que se haya resuelto mediante cristalografía de rayos X. Desde entonces, hemos resuelto numerosas estructuras para deducir el mecanismo. Basándonos en nuestros hallazgos, hemos postulado varias ideas fundamentalmente nuevas: (1) los dominios del sensor de voltaje están débilmente unidos al poro en su perímetro, (2) contienen un elemento de hélice-vuelta-hélice que llamamos paleta del sensor de voltaje, (3) el sensor de voltaje se mueve en contacto íntimo con la membrana, llevando consigo cargas dentro del campo eléctrico de la membrana, y (4) el sensor de voltaje está conectado a palancas que abren y cierran mecánicamente el poro. Estas estructuras nos permiten comenzar a comprender cómo la naturaleza, a través de sus sensores de voltaje de canal iónico, ha evolucionado el análogo de un & lsquofield efecto transistor & rsquo para producir potenciales de acción, que han permitido una rápida transferencia de información en los sistemas vivos. Es fascinante darse cuenta de que la compuerta dependiente del voltaje, que a nivel celular parecería ser la forma más compleja de compuerta, a nivel molecular podría ser la más simple: el voltaje a través de la membrana establece un campo eléctrico que tira y empuja un sensor de voltaje cargado que está conectado a una palanca que abre y cierra el poro.

Más recientemente, hemos comenzado a estudiar una forma diferente de compuerta llamada compuerta mecánica. Nos gustaría entender cómo las fuerzas mecánicas provocan señales eléctricas. Esta forma de compuerta subyace a la detección sensorial como en el tacto y la audición. También subyace a procesos fisiológicos básicos como la regulación del volumen celular y el control de la presión arterial. Nosotros y otros hemos observado una mecanosensibilidad significativa en la activación de ciertos canales de potasio y calcio. Ahora buscamos comprender si la mecanosensibilidad es fisiológicamente relevante en los canales de potasio y calcio. También hemos determinado las estructuras atómicas del canal TRAAK humano, que es fuertemente mecanosensible, para comprender cómo transduce las fuerzas mecánicas y por qué el sistema nervioso central expresa un canal de potasio mecanosensible.

La familia de canales de potasio proporciona un ejemplo increíble de diversidad molecular. En un intento por comprender estas moléculas, nunca dejamos de sorprendernos con las soluciones simples de la vida para lo que a primera vista parecen ser tareas complicadas.

Una subvención de los Institutos Nacionales de Salud proporcionó apoyo parcial para el trabajo sobre detección de voltaje.

Roderick MacKinnonJohn D. Rockefeller Jr. Profesor Investigador, HHMI Los canales de iones catalizan la difusión de iones inorgánicos por sus gradientes electroquímicos a través de la membrana celular.

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Vida media y tasa de producción de los canales iónicos - Biología

Las funciones del sistema nervioso (sensación, integración y respuesta) dependen de las funciones de las neuronas subyacentes a estas vías. Para comprender cómo las neuronas pueden comunicarse, es necesario describir el papel de un membrana excitable en la generación de estas señales. La base de esta comunicación es el potencial de acción, que demuestra cómo los cambios en la membrana pueden constituir una señal. Observar la forma en que funcionan estas señales en circunstancias más variables implica una mirada a los potenciales graduados, que se tratarán en la siguiente sección.

Membranas celulares eléctricamente activas

La mayoría de las células del cuerpo utilizan partículas cargadas, iones, para acumular una carga a través de la membrana celular. Anteriormente, se demostró que esto era parte del funcionamiento de las células musculares. Para que los músculos esqueléticos se contraigan, basándose en el acoplamiento excitación-contracción, se requiere la intervención de una neurona. Ambas células hacen uso de la membrana celular para regular el movimiento de iones entre el líquido extracelular y el citosol.

Como aprendió en el capítulo sobre células, la membrana celular es principalmente responsable de regular lo que puede atravesar la membrana y lo que permanece en un solo lado. La membrana celular es una bicapa de fosfolípidos, por lo que solo las sustancias que pueden pasar directamente a través del núcleo hidrófobo pueden difundirse sin ayuda. Las partículas cargadas, que son hidrófilas por definición, no pueden atravesar la membrana celular sin ayuda (figura 11.17). Las proteínas transmembrana, específicamente las proteínas de canal, lo hacen posible. Se necesitan varios canales, así como “bombas de iones” especializadas que dependen de la energía, para generar un potencial transmembrana y un potencial de acción. De especial interés es la proteína transportadora conocida como la bomba de sodio / potasio que mueve los iones de sodio (Na +) fuera de una célula y los iones de potasio (K +) a la célula, regulando así la concentración de iones en ambos lados de la membrana celular.

La bomba de sodio / potasio requiere energía en forma de trifosfato de adenosina (ATP), por lo que también se la conoce como ATPasa. Como se explicó en el capítulo de la celda, la concentración de Na + es más alta fuera de la célula que en el interior, y la concentración de K + es más alta dentro de la célula que fuera. Eso significa que esta bomba mueve los iones en contra de los gradientes de concentración de sodio y potasio, por lo que requiere energía. De hecho, la bomba básicamente mantiene esos gradientes de concentración.

Los canales de iones son poros que permiten que partículas cargadas específicas atraviesen la membrana en respuesta a un gradiente de concentración existente. Las proteínas son capaces de atravesar la membrana celular, incluido su núcleo hidrófobo, y pueden interactuar con la carga de iones debido a las variadas propiedades de los aminoácidos que se encuentran dentro de dominios o regiones específicos del canal de proteínas. Los aminoácidos hidrófobos se encuentran en los dominios que se oponen a las colas de hidrocarburos de los fosfolípidos. Los aminoácidos hidrofílicos están expuestos a los entornos fluidos del líquido extracelular y el citosol. Además, los iones interactuarán con los aminoácidos hidrófilos, que serán selectivos para la carga del ión. Los canales para cationes (iones positivos) tendrán cadenas laterales cargadas negativamente en el poro. Los canales para aniones (iones negativos) tendrán cadenas laterales cargadas positivamente en el poro. Se llama exclusión electroquímica , lo que significa que el poro del canal es específico de la carga.

Los iones también se pueden especificar por el diámetro del poro. La distancia entre los aminoácidos será específica para el diámetro del ion cuando se disocie de las moléculas de agua que lo rodean. Debido a las moléculas de agua circundantes, los poros más grandes no son ideales para iones más pequeños porque las moléculas de agua interactuarán, por enlaces de hidrógeno, más fácilmente que las cadenas laterales de aminoácidos. Se llama exclusión de tamaño . Algunos canales de iones son selectivos para la carga, pero no necesariamente para el tamaño, por lo que se denominan canal inespecífico . Estos canales inespecíficos permiten que los cationes, en particular Na +, K + y Ca 2+, atraviesen la membrana, pero excluyen los aniones.

Los canales de iones no siempre permiten que los iones se difundan libremente a través de la membrana. Se abren por ciertos eventos, lo que significa que los canales son cerrado . Entonces, otra forma en que los canales se pueden clasificar es en función de cómo se bloquean. Aunque estas clases de canales iónicos se encuentran principalmente en células de tejido nervioso o muscular, también se pueden encontrar en células de tejido epitelial y conectivo.

A canal controlado por ligando se abre porque una molécula de señalización, un ligando, se une a la región extracelular del canal. Este tipo de canal también se conoce como receptor ionotrópico porque cuando el ligando, conocido como neurotransmisor en el sistema nervioso, se une a la proteína, los iones atraviesan la membrana cambiando su carga (Figura 11.18).

A canal con compuerta mecánica se abre debido a una distorsión física de la membrana celular. Muchos canales asociados con el sentido del tacto (somatosensibilidad) están bloqueados mecánicamente. Por ejemplo, cuando se aplica presión a la piel, estos canales se abren y permiten que los iones entren en la célula. Similar a este tipo de canal sería el canal que se abre en función de los cambios de temperatura, como en la prueba del agua de la ducha (Figura 11.19).

A canal controlado por voltaje es un canal que responde a cambios en las propiedades eléctricas de la membrana en la que está incrustado. Normalmente, la parte interna de la membrana tiene un voltaje negativo. Cuando ese voltaje se vuelve menos negativo, el canal comienza a permitir que los iones crucen la membrana (Figura 11.20).

A canal de fuga tiene una puerta aleatoria, lo que significa que se abre y se cierra al azar, de ahí la referencia a una fuga. En cambio, no hay un evento real que abra el canal, tiene una tasa intrínseca de conmutación entre los estados abierto y cerrado. Leakage channels contribute to the resting transmembrane voltage of the excitable membrane (Figure 11.21).

El potencial de la membrana

The plasma membrane of neurons are polarized, meaning there is an electrical difference across the plasma membrane. El estado eléctrico de la membrana celular puede tener varias variaciones. These are all variations in the Potencial de membrana. Un potencial es una distribución de carga a través de la membrana celular, medida en milivoltios (mV). The standard is to compare the inside of the cell relative to the outside, so the membrane potential is a value representing the charge on the intracellular side of the membrane based on the outside being zero, relatively speaking (Figure 11.22).

La concentración de iones en los fluidos extracelulares e intracelulares está en gran medida equilibrada, con una carga neta neutra. Sin embargo, se produce una ligera diferencia de carga en la superficie de la membrana, tanto interna como externamente. Es la diferencia en esta región muy limitada la que tiene todo el poder en las neuronas (y células musculares) para generar señales eléctricas, incluidos los potenciales de acción.

Antes de poder describir estas señales eléctricas, se debe explicar el estado de reposo de la membrana. Cuando la celda está en reposo y los canales de iones están cerrados (excepto los canales de fuga que se abren al azar), los iones se distribuyen a través de la membrana de una manera muy predecible. La concentración de Na + fuera de la célula es 10 veces mayor que la concentración en el interior. Además, la concentración de K + dentro de la célula es mayor que en el exterior. El citosol contiene una alta concentración de aniones, en forma de iones fosfato y proteínas cargadas negativamente. Los aniones grandes son un componente de la membrana celular interna, incluidos los fosfolípidos especializados y las proteínas asociadas con la valva interna de la membrana (valva es un término que se usa para un lado de la membrana de la bicapa lipídica). La carga negativa se localiza en los aniones grandes.

With the ions distributed across the membrane at these concentrations, the difference in charge is measured at -70 mV, the value described as the resting membrane potential . El valor exacto medido para el potencial de membrana en reposo varía entre las células, pero -70 mV se usa más comúnmente como este valor. Este voltaje en realidad sería mucho más bajo excepto por las contribuciones de algunas proteínas importantes en la membrana. Los canales de fuga permiten que el Na + se mueva lentamente hacia la celda o que el K + se mueva lentamente, y la bomba de Na + / K + los restaura. Esto puede parecer un desperdicio de energía, pero cada uno tiene un papel en el mantenimiento del potencial de membrana.

El potencial de acción

El potencial de membrana en reposo describe el estado estable de la célula, que es un proceso dinámico que se equilibra con la fuga de iones y el bombeo de iones. Sin ninguna influencia externa, no cambiará. Para que se inicie una señal eléctrica, el potencial de membrana tiene que cambiar.

Esto comienza con la apertura de un canal para Na + en la membrana. Debido a que la concentración de Na + es más alta fuera de la célula que dentro de la célula en un factor de 10, los iones entrarán rápidamente en la célula que son impulsados ​​en gran parte por el gradiente de concentración. Debido a que el sodio es un ión cargado positivamente, cambiará el voltaje relativo inmediatamente dentro de la celda en relación con el exterior. El potencial de reposo es el estado de la membrana a un voltaje de -70 mV, por lo que el catión de sodio que ingresa a la célula hará que se vuelva menos negativo. Esto se conoce como depolarization , meaning the membrane potential moves toward zero.

El gradiente de concentración de Na + es tan fuerte que continuará ingresando a la célula incluso después de que el potencial de membrana se haya vuelto cero, por lo que el voltaje inmediatamente alrededor del poro comienza a volverse positivo. El gradiente eléctrico también juega un papel, ya que las proteínas negativas debajo de la membrana atraen el ion sodio. El potencial de membrana alcanzará +30 mV cuando el sodio haya entrado en la célula.

A medida que el potencial de membrana alcanza +30 mV, se abren otros canales dependientes de voltaje en la membrana. Estos canales son específicos del ion potasio. Un gradiente de concentración también actúa sobre el K +. A medida que el K + comienza a salir de la célula, llevándose consigo una carga positiva, el potencial de membrana comienza a retroceder hacia su voltaje de reposo. Se llama repolarization , meaning that the membrane voltage moves back toward the -70 mV value of the resting membrane potential.

La repolarización devuelve el potencial de membrana al valor de -70 mV que indica el potencial de reposo, pero en realidad sobrepasa ese valor. Los iones de potasio alcanzan el equilibrio cuando el voltaje de la membrana es inferior a -70 mV, por lo que se produce un período de hiperpolarización mientras los canales de K + están abiertos. Esos canales de K + tienen un ligero retraso en el cierre, lo que explica este breve sobrepaso.

What has been described here is the action potential, which is presented as a graph of voltage over time in Figure 11.23. It is the electrical signal that nervous tissue generates for communication. El cambio en el voltaje de la membrana de -70 mV en reposo a +30 mV al final de la despolarización es un cambio de 100 mV. Eso también se puede escribir como un cambio de 0,1 V. Para poner ese valor en perspectiva, piense en una batería. Una batería AA que puede encontrar en un control remoto de televisión tiene un voltaje de 1,5 V, o una batería de 9 V (la batería rectangular con dos bornes en un extremo) es, obviamente, 9 V. El cambio visto en el potencial de acción es uno o dos órdenes de magnitud menos que la carga de estas baterías. De hecho, el potencial de membrana se puede describir como una batería. Se almacena una carga a través de la membrana que se puede liberar en las condiciones adecuadas. A battery in your remote has stored a charge that is “released” when you push a button.

Lo que sucede a través de la membrana de una celda eléctricamente activa es un proceso dinámico que es difícil de visualizar con imágenes estáticas o mediante descripciones de texto. View this animation to learn more about this process. ¿Cuál es la diferencia entre la fuerza impulsora de Na + y K +? ¿Y en qué se parece el movimiento de estos dos iones?

La pregunta es, ahora, ¿qué inicia el potencial de acción? La descripción anterior pasa por alto convenientemente ese punto. Pero es vital comprender lo que está sucediendo. El potencial de membrana permanecerá en el voltaje de reposo hasta que algo cambie. La descripción anterior solo dice que se abre un canal de Na +. Now, to say “a channel opens” does not mean that one individual transmembrane protein changes. En cambio, significa que se abre un tipo de canal. Hay algunos tipos diferentes de canales que permiten que el Na + atraviese la membrana. Un canal de Na + controlado por ligando se abrirá cuando un neurotransmisor se une a él y un canal de Na + controlado mecánicamente se abrirá cuando un estímulo físico afecte a un receptor sensorial (como la presión aplicada a la piel comprime un receptor táctil). Ya sea un neurotransmisor que se une a su proteína receptora o un estímulo sensorial que activa una célula receptora sensorial, algún estímulo inicia el proceso. El sodio comienza a ingresar a la célula y la membrana se vuelve menos negativa.

Un tercer tipo de canal que es una parte importante de la despolarización en el potencial de acción es el canal de Na + dependiente de voltaje. The channels that start depolarizing the membrane in response to a stimulus cause the cell to depolarize from -70 mV to -55 mV. -55mV is the potencial umbral. Once the membrane reaches the threshold potential, the voltage-gated Na + channels open and an action potential will be initiated. Any depolarization that does not depolarize the membrane potential to -55 mV or higher will not reach threshold, and thus will not result in an action potential. This type of stimulus would be a subthreshold stimulus.

Because of the threshold, the action potential can be likened to a digital event—it either happens or it does not. Si no se alcanza el umbral, no se produce ningún potencial de acción. Si la despolarización alcanza -55 mV, entonces el potencial de acción continúa y se extiende hasta +30 mV, en el cual el K + causa la repolarización, incluido el exceso de hiperpolarización. Además, esos cambios son los mismos para cada potencial de acción, lo que significa que una vez que se alcanza el umbral, sucede exactamente lo mismo. A stronger stimulus, which might depolarize the membrane well past threshold, will not make a “bigger” action potential. Action potentials are “all or none. " Either the membrane reaches the threshold and everything occurs as described above, or the membrane does not reach the threshold and nothing else happens. Todos los potenciales de acción alcanzan su punto máximo al mismo voltaje (+30 mV), por lo que un potencial de acción no es mayor que otro. Los estímulos más fuertes iniciarán múltiples potenciales de acción más rápidamente, pero las señales individuales no son mayores. Así, por ejemplo, no sentirás una mayor sensación de dolor, ni tendrás una contracción muscular más fuerte, por el tamaño del potencial de acción porque no son de diferentes tamaños.

Como hemos visto, la despolarización y repolarización de un potencial de acción dependen de dos tipos de canales (el canal de Na + dependiente de voltaje y el canal de K + dependiente de voltaje). El canal de Na + controlado por voltaje en realidad tiene dos puertas. One is the activation gate , which opens when the membrane potential crosses -55 mV. The other gate is the inactivation gate , which closes after a specific period of time—on the order of a fraction of a millisecond. Cuando una celda está en reposo, la puerta de activación se cierra y la puerta de inactivación se abre. Sin embargo, cuando se alcanza el umbral, la puerta de activación se abre, lo que permite que el Na + ingrese rápidamente a la celda. Programado con el pico de despolarización, la puerta de inactivación se cierra. Durante la repolarización, no puede entrar más sodio a la célula. Cuando el potencial de membrana pasa de nuevo a -55 mV, la puerta de activación se cierra. Después de eso, la puerta de inactivación se vuelve a abrir, lo que hace que el canal esté listo para comenzar todo el proceso nuevamente.

El canal de K + controlado por voltaje tiene solo una puerta, que es sensible a un voltaje de membrana de -50 mV. Sin embargo, no se abre tan rápido como lo hace el canal de Na + dependiente de voltaje. Puede tomar una fracción de milisegundo para que el canal se abra una vez que se haya alcanzado ese voltaje. El momento de esto coincide exactamente con cuando el flujo de Na + alcanza su punto máximo, por lo que los canales de K + activados por voltaje se abren justo cuando los canales de Na + activados por voltaje se inactivan. As the membrane potential repolarizes and the voltage passes -50 mV again, the channel closes—again, with a little delay. El potasio continúa saliendo de la célula por un corto tiempo y el potencial de membrana se vuelve más negativo, lo que resulta en un exceso de hiperpolarización. Luego, el canal se cierra de nuevo y la membrana puede volver al potencial de reposo debido a la actividad en curso de los canales no cerrados y la bomba de Na + / K +.

All of this takes place within approximately 2 milliseconds (Figure 11.24). Mientras un potencial de acción está en progreso, no se puede iniciar otro. That effect is referred to as the periodo refractario. There are two phases of the refractory period: the absolute refractory period y el período refractario relativo. Durante la fase absoluta, no se iniciará otro potencial de acción. Esto se debe a la puerta de inactivación del canal de Na + dependiente de voltaje. Una vez que ese canal vuelve a su conformación en reposo (menos de -55 mV), se podría iniciar un nuevo potencial de acción, pero solo mediante un estímulo más fuerte que el que inició el potencial de acción actual. Esto se debe al flujo de K + fuera de la celda. Debido a que ese ion sale rápidamente, cualquier Na + que intente entrar no despolarizará la célula, sino que sólo evitará que la célula se hiperpolarice.

Propagación del potencial de acción

El potencial de acción se inicia al comienzo del axón, en lo que se denomina segmento inicial. Hay una alta densidad de canales de Na + activados por voltaje, de modo que aquí puede tener lugar una despolarización rápida. Al descender por la longitud del axón, el potencial de acción se propaga porque se abren más canales de Na + activados por voltaje a medida que se propaga la despolarización. Esta propagación se produce porque el Na + entra a través del canal y se mueve a lo largo del interior de la membrana celular. A medida que el Na + se mueve, o fluye, a una corta distancia a lo largo de la membrana celular, su carga positiva despolariza un poco más la membrana celular. A medida que la despolarización se propaga, se abren nuevos canales de Na + activados por voltaje y más iones entran en la célula, extendiendo la despolarización un poco más.

Because voltage-gated Na + channels are inactivated at the peak of the depolarization, they cannot be opened again for a brief time—the absolute refractory period. Debido a esto, la despolarización que se propaga hacia los canales previamente abiertos no tiene ningún efecto. El potencial de acción debe propagarse hacia los terminales del axón como resultado, la polaridad de la neurona se mantiene, como se mencionó anteriormente.

La propagación, como se describió anteriormente, se aplica a los axones amielínicos. Cuando hay mielinización, el potencial de acción se propaga de manera diferente. Los iones de sodio que ingresan a la célula en el segmento inicial comienzan a extenderse a lo largo del segmento del axón, pero no hay canales de Na + activados por voltaje hasta el primer nodo de Ranvier. Debido a que no hay una apertura constante de estos canales a lo largo del segmento del axón, la despolarización se propaga a una velocidad óptima. La distancia entre los nodos es la distancia óptima para mantener la membrana aún despolarizada por encima del umbral en el siguiente nodo. A medida que el Na + se esparce por el interior de la membrana del segmento del axón, la carga comienza a disiparse. Si el nodo estuviera más abajo del axón, esa despolarización habría caído demasiado para que los canales de Na + activados por voltaje se activaran en el siguiente nodo de Ranvier. Si los nodos estuvieran más juntos, la velocidad de propagación sería más lenta.

Propagation along an unmyelinated axon is referred to as continuo conducción along the length of a myelinated axon, it is saltatory conduction . La conducción continua es lenta porque siempre hay canales de Na + activados por voltaje que se abren y más y más Na + entra en la célula. Saltatory conduction is faster because the action potential basically jumps from one node to the next (saltare = “to leap”), and the new influx of Na + renews the depolarized membrane. Junto con la mielinización del axón, el diámetro del axón puede influir en la velocidad de conducción. Así como el agua corre más rápido en un río ancho que en un arroyo estrecho, la despolarización basada en Na + se esparce más rápido por un axón ancho que por uno angosto. This concept is known as resistencia and is generally true for electrical wires or plumbing, just as it is true for axons, although the specific conditions are different at the scales of electrons or ions versus water in a river.

Homeostatic Imbalances: Potassium Concentration

Las células gliales, especialmente los astrocitos, son responsables de mantener el entorno químico del tejido del SNC. Las concentraciones de iones en el líquido extracelular son la base de cómo se establece el potencial de membrana y cambia la señalización electroquímica. Si se altera el equilibrio de iones, es posible que se produzcan resultados drásticos.

Normalmente, la concentración de K + es mayor en el interior de la neurona que en el exterior. Después de la fase de repolarización del potencial de acción, los canales de fuga de K + y la bomba de Na + / K + aseguran que los iones regresen a sus ubicaciones originales. Después de un accidente cerebrovascular u otro evento isquémico, los niveles extracelulares de K + están elevados. Los astrocitos en el área están equipados para eliminar el exceso de K + para ayudar a la bomba. Pero cuando el nivel está muy desequilibrado, los efectos pueden ser irreversibles.

Los astrocitos pueden volverse reactivos en casos como estos, lo que afecta su capacidad para mantener el entorno químico local. Las células gliales se agrandan y sus procesos se hinchan. Pierden su capacidad de amortiguación de K + y la función de la bomba se ve afectada, o incluso revertida. If a Na + gradient breaks down, this has a more important effect than interrupting the action potential. Glucose transport into cells is coupled with Na + co-transport. When that is lost, the cell cannot get the energy it needs. In the central nervous system, carbohydrate metabolism is the only means of producing ATP. Elsewhere in the body, cells rely on carbohydrates, lipids, or amino acids to power mitochondrial ATP production. But the CNS does not store lipids in adipocytes (fat cells) as an energy reserve. The lipids in the CNS are in the cell membranes of neurons and glial cells, notably as an integral component of myelin. Proteins in the CNS are crucial to neuronal function, in roles such as channels for electrical signaling or as part of the cytoskeleton. Those macromolecules are not used to power mitochondrial ATP production in neurons.

Enlace interactivo

Visit this site to see a virtual neurophysiology lab, and to observe electrophysiological processes in the nervous system, where scientists directly measure the electrical signals produced by neurons. Often, the action potentials occur so rapidly that watching a screen to see them occur is not helpful. A speaker is powered by the signals recorded from a neuron and it “pops” each time the neuron fires an action potential. These action potentials are firing so fast that it sounds like static on the radio. Electrophysiologists can recognize the patterns within that static to understand what is happening. Why is the leech model used for measuring the electrical activity of neurons instead of using humans?


Half-life and production rate of ion channels - Biology

Ion Channels: Structure and Function

Ion channels are membrane protein complexes and their function is to facilitate the diffusion of ions across biological membranes. Membranes, or phospholipid bilayers, build a hydrophobic, low dielectric barrier to hydrophilic and charged molecules. Son electrical insulators. Ion channels provide a high conducting, hydrophilic pathway across the hydrophobic interior of the membrane. The channel, or pore structure, is said to catalyze the 'reaction' of transporting charged molecules across a low dielectric medium. The 'catalytic site', the central channel, is either abierto o cerrado. The open channel conformation can be compared to the transition state of the enzyme-substrate complex, where ions are tightly associated to the catalytic site. The conformational change between closed and open state is called gating, as in opening and closing a gate. Channel gating is controlled by external factors like enzymes are controlled by modulators and effectors. Ion channels can be classified according to which chemical or physical modulator controls their gating activity. Thus we have different groups of channels as summarized below:

- ligand gated channels neurotransmitters

- voltage gated channels transmembrane potential (electric field)

- second messenger gated channels nucleotides, G-proteins

- mechanosensitive channels osmotic pressure, membrane curvature

- gap junctions, porins not gated


Channels are also ion selective. They can discriminate between size and charge of the permeant molecule. All ion channels are complexes of transmembrane proteins, sometimes they contain cytoplasmic subunits, often they are glycosylated. The 3-D structure of most ion channels, is not known, with two notable exceptions, porins and a K-channel, both of bacterial origin. There exists, however, a multitude of biochemical and functional data, combined with mutagenesis experiments that give information about the transmembrane topology of these proteins, dividing it into transmembrane segments and extramembraneous loops/domains. Often size and location of loops on one side or the other of the membrane can be determined by chemically modifying the protein and analyzing which amino acids have been modified.

The first structure (in 1990) of an ion channel solved at atomic resolution <0.3nm is that of the bacterial porins, a family of homo-trimeric channel proteins. Each subunit contains 16 to 18 transmembrane, anti-parallel b -strands forming a b -barrel structure. The b -strands are amphipathic, they contain alternating polar and non-polar residues and the inter-strand interaction is fully saturated with H-bonding. This creates a hydrophilic pore interior providing a water filled channel. The channel has a large diameter of 0.8x1.1nm, and is non-selective for small ions. However, it has an upper exclusion size limit corresponding to molecular weights of about 600 Dalton of permeants. Because most metabolites have molecular weights lower than 600 Da and have been shown to pass through porin channels, porins are called general diffusion pores.

Higo. Ribbon diagram of porin barrel and projection of outer face of this barrel

Higo. Projection map of porin barrel

from Weiss and Schulz, 1992

3. Nicotinic Acetylcholine Receptor - nAChR

The structure of another ion channel, the nicotinic acetylcholine receptor, has been determined to 0.9nm resolution by cryo-electron microscopy. The nAChR is a heteromeric glycoprotein complex composed of five integral membrane proteins in a stoichiometry of a2bgd .

The five subunits are arranged in a circular fashion around a central hole that provides an ion pathway across the post-synaptic cell membrane. The pentameric complex has a five fold pseudo-symmetry because its subunits are not identical. The receptor complex binds two molecules of acetylcholine. Acetylcholine binding induces the opening of the channel. Coupling between the two ACh binding sites and the channel gate is an allosteric mechanism because the binding of a ligand causes a structural change on a distant place in the receptor unit.

Higo. Pentameric arrangement of nAChR subunits

los transmembrane topology of the AChR has been inferred from hydrophobicity analysis y secondary structure prediction of the primary sequence. So called hydropathy plots indicate the grouping of hydrophobic stretches in the sequence that are identified as spanning the membrane, usually in the form of a -helices. Four transmembrane segments have been proposed for the nAChR subunits, and the orientation of the receptor within the post-synaptic membrane has been modeled has having a large N-terminal domain outside the cell facing the synaptic cleft. This is also the location of the agonist binding site in the alpha subunits discussed above.

Higo. Two hydrophobicity scales of amino acids

The figure compares two hydrophobicity scales showing the sometimes different results obtained by different groups. Upper scale by Kyte and Doolittle, 1982, A simple method for displaying the hydropathic character of a protein, J.Mol.Biol. 157:105-132. The lower scale by Rose et. al., 1985, Hydrophobicity of amino acid residues in globular proteins, Science 229:834. Higo. Hydropathy plot for acetylcholine receptor subunit

Abreviaturas: LSS-leader signal sequence ED-extracellular domain CL-cytoplasmic domain M1-M4-transmembrane spanning segments positive hydropathy means non-polar, negative values polar domains Early experiments on identifying the amino acids involved in ion flux through the nAChR channel indicated that residues in transmembrane segment 2, or M2, form the channel lining structure of the receptor. Each of the five subunits contributes its M2 segment to the channel thus forming a five fold symmetry. Rings of identical (or similar, because M2 sequences of different subunits are not totally conserved) amino acids thought to be part of the channel thereby determining its selectivity propiedades. The M2 segment is likely to line the pore also because it is the only transmembrane segment that could form an anfipático a -helix. The hydrophilic residues are aligned on the side of the helical cylinder that faces the channel interior.

Electron microscopy providing a high resolution of 0.9nm shows the presence of such an a -helix surrounding the central pore. It also shows that the helix is found in a linear form when the channel is open, but exhibits a kink in the middle of the membrane when the channel is closed. A leucina residue in each subunit is located at this kink. The large part of the membrane buried structure, however, does not seem to exhibit any a -helices. It has tentatively been proposed (but not shown) to form a b -barrel structure giving the nAChR pentamer a similar membrane anchoring structure as found in porin trimers. Higo. Channel cross section (electron density map) with positions of the pore lining transmembrane segment M2 (left solid bars) and helical plot of the amino acid sequence of transmembrane segment M2.

4. The acetylcholine binding site

Acetylcholine is a neurotransmitter and the natural agonist of the acetylcholine receptor.

Higo. Chemical structure of acetylcholine

Besides ACh there are many other agonists that are important pharmacological agents or drugs that affect the activity of the receptor. The most important one is nicotine, which also gave this receptor type its specific name, nicotinic acetylcholine receptor. Agonistas are positive modulators of the receptor activity. Antagonistas are molecules that have the opposite effect of agonists, they inhibit receptor activity. The most commonly known inhibitors are the curare alkaloids y a -bungarotoxin, a small protein that irreversibly binds to the agonist binding pocket thus inactivating the receptor by blocking access for the agonist.

There are two ACh binding pockets in the receptor complex located in the clefts (subunit interface) between the a subunits and the g and b subunits respectively. Two molecules of ACh must bind to activate the receptor, i.e., to open the channel for ions to flow across the membrane. Labeling experiments, where small detector molecules can be covalently linked to amino acid side chains, showed that 5 residues in the N-terminal part (extracellular) of the a subunits are involved in agonist binding. These are residues Tyr93, Trp149, Tyr190, Cys192, and Cys193. The location of the amino acids in the polypeptide indicates that loops from different sites in the sequence are forming the binding pocket, similar to the catalytic triade of serine proteases and the heme binding pocket in globins.

The mechanism to open the channel is a long range effect of a conformational change that starts out as a small local conformational change as described for the oxygen binding to the heme group in globins. The distance between two heme binding sites in hemoglobin is about 2.5nm and the distance between the acetylcholine binding sites and the channel gate (distance between ACh binding site and membrane), the structure in the complex that opens and closes the ion pathway across the membrane, is about 2.5nm as well. This allosteric mechanism can be summarized in the following reaction scheme:

CLOSED R + A <=> RA + A <=> RA2 <=> R *A2 ABIERTO

The scheme shows that the combined effect of two bound agonists brings the receptor into its transition, or open state (R*), where the receptor exhibits an equilibrium between the closed and open channel. This equilibrium is measured as open probability of the channel P(open).

In addition to the kinetic scheme of ligand binding and channel opening, the receptor can switch into a desensitized state, i.e., a conformation where the channel is closed in the presence of two bound acetylcholine molecules. The channel is unable to reopen until the ligands first dissociate from their binding site. It could be shown that the affinity of the ligand to the receptor in the desensitized state, D, is much higher than in the normal, open or closed state R therbey preventing the postsynaptic membrane from overstimulation.

The crystal structure of a non-voltage gated, two-transmembrane spanning K-channel from the bacteria Streptomyces lividans (KcsA K + channel) has been solved to 3.2 angstrom resolution (amino acids 126-158 at the carboxy terminal end have been cleaved off). Like several other membrane proteins (see projection map for porin barrel), it has two rings of aromatic amino acids positioned to extend into the lipid bilayer, presumably near the membrane-water interfaces. A subunit is inserted into the tetramer such that one transmembrane helix (inner helix) partially facing the central pore (45Å long) while the other (outer helix) faces the lipid membrane. The inner helices are tilted with respect to the membrane normal by about 25° and are slightly kinked with the wider part facing the outside of the cell allowing the structure to form the pore region near the extracellular surface of the membrane. This region contains the K + channel signature sequence, which forms the selectivity filter. Within the selectivity filter the side chain orientation preclude their participation in ion coordination, leaving this function to the oxygen atoms of the main chain carbonyls. They are forming an oxygen ring coordinating a dehydrated K + ion. The K + ion thus has only a very small distance to diffuse from one site to the next within the selectivity filter. Higo. Three different views of the K-channel structure from Streptomyces lividans (KcsA K + channel)

electrostatic surface pore volume selectivity filter & ion binding sites
(from Doyle, 1998)

The crystal structure includes permeating ions (Rb + or Cs + ) and shows three binding sites. One of three cations is stabilized in the middle of the membrane within an aqueous cavity (10 Å diameter) at the negatively charged carboxyl end (helix dipole) of four central a -helices, one from each subunit. Because of the size of the cavity, this central ion is proposed to be hydrated. Furthermore, the structure shows that, with the exception of the selectivity filter (12Å long), the pore lining is mainly hydrophobic (cytoplasmic side of channel lumen, corresponds to lower half of pore in above figure), a general property of K-channels. This might explain why most K-channels have a very high flux rate, or ion conductance.

Potassium channels form a family of K + selective, voltage-gated channels in excitable membranes such as neuronal and muscle cell membranes. So far over 50 different genes have been cloned and sequenced from mammals, plants, and microorganisms. Most potassium channels form homo- or hetero-tetrameric protein complexes with each subunit having 6 transmembrane segments (S1 - S6) and a pore loop structure connecting the fifth and sixth segments. Transmembrane segment S4 contains a series of positively charges amino acids which have been shown to be essential for voltage-sensing. Although the crystal structure of KcsA is a non-voltage-gated type, the sequence similarities of the pore loop strongly suggest that all potassium channels have the same quaternary pore architecture.

6. Measuring single channel activity

How are ion channels studied experimentally? Ion channels catalyze the diffusion of ions across membranes with electrical currents in the order of pico Amperes (10 -12 A). The recording of single channel currents shows two current levels corresponding to the closed and open state respectively. Transitions between these two states are very fast and in the order of fractions of a millisecond, and appear in the recordings as rectangular jumps from one level to the other. The amplitude of the jump corresponds to the current. The current can be normalized and expressed as resistance (or its inverse, the conductance) because it is proportional to the membrane potential as defined by Ohm's law (E = R*I). Channels have ion flux rates of up to 10 6 ions/second.

Normally, the channels stay open for only a fraction of seconds, allowing the flux of tens of thousands of ions through the pore. The activity of the channel can be quantified as open probability, the fraction of time it stays in the open conformation. The open probability of a channel can be compared to the fractional saturation of hemoglobin with molecular oxygen. Whereas in hemoglobin the fractional saturation is related to the saturation pressure of the oxygen (the ligand of the heme), the open probability is related to the concentration of the acetylcholine in the synaptic cleft.

Higo. Single channel activity and voltage dependence of a Na-channel (from Catterall, 1988)


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