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¿Cuánto tiempo tarda la E. coli en cambiar las materias primas?

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Con nuestras fermentaciones, notamos que se necesita una cantidad considerable de tiempo para E. coli (Variante K12) para cambiar de estar metabólicamente optimizado en aminoácidos a metabólicamente optimizado a glucosa.

¿Cuánto tiempo tardan estos microorganismos en adaptarse a una nueva materia prima?


Esto debe depender de las condiciones en cuestión, pero creo que no sería muy largo. La duración de una generación para e coli puede ser de 12 minutos o 24 horas, por lo que da una idea de un tiempo típico.

Encontré este caso interesante en la literatura. Descubrieron que incluso cuando somete a e coli a nutrientes mínimos, están expresando genes que los preparan para una mezcla de nutrientes más rica. Las bacterias están preparadas para una avalancha de succinato de carbohidratos o aminoácidos.

Este estudio incubó la e coli durante la noche antes de tomar sus lecturas, por lo que esto pone un límite superior de aproximadamente 12 horas. La implicación es que si está moviendo las bacterias a medios enriquecidos, podría pasar poco tiempo antes de que estén en fase de crecimiento logarítmico.

En la práctica, pasar de las placas LB a la fase de crecimiento logarítmico suele ser como 4 horas. Este artículo muestra de manera interesante que la E. coli adaptada al frío que se traslada a otros medios reacciona en unas pocas horas, pero puede mostrar cambios de comportamiento días después.

Yo diría que 4 horas podría ser una expectativa típica. 12 se usa típicamente en la literatura.


Capítulo 6 Flora normal

Importancia de la flora normal

La flora normal influye en la anatomía, fisiología, susceptibilidad a patógenos y morbilidad del huésped.

Flora de la piel

El entorno variado de la piel da como resultado poblaciones localmente densas o escasas, con predominio de organismos grampositivos (p. Ej., Estafilococos, micrococos, difteroides).

Flora del tracto respiratorio superior y oral

En la cavidad oral se encuentra una flora microbiana variada y los anaerobios estreptocócicos habitan en la hendidura gingival. La faringe puede ser un punto de entrada y colonización inicial para Neisseria, Bordetella, Corynebacterium, y Estreptococo spp.

Flora del tracto gastrointestinal

Los organismos en el estómago suelen ser pasajeros y sus poblaciones se mantienen bajas (10 3 a 10 6 / g de contenido) por la acidez. Helicobacter pylori es un patógeno del estómago potencial que aparentemente juega un papel en la formación de ciertos tipos de úlceras. En huéspedes normales, la flora duodenal es escasa (0 a 10 3 / g de contenido). El íleon contiene una flora moderadamente mixta (10 6 a 10 8 / g de contenido). La flora del intestino grueso es densa (10 9 a 10 11 / g de contenido) y está compuesta predominantemente por anaerobios. Estos organismos participan en la conversión de ácidos biliares y en la producción de vitamina K y amoníaco en el intestino grueso. También pueden provocar abscesos intestinales y peritonitis.

Flora urogenital

La flora vaginal cambia con la edad del individuo, el pH vaginal y los niveles hormonales. Organismos transitorios (p. Ej., Candida spp.) causan con frecuencia vaginitis. La uretra distal contiene una flora mixta escasa; estos microorganismos están presentes en las muestras de orina (104 / ml) a menos que se obtenga una muestra de flujo medio de captura limpia.

Flora conjuntival

La conjuntiva alberga pocos o ningún organismo. Haemophilus y Estafilococo se encuentran entre los géneros más detectados.

Infección del huésped

Muchos elementos de la flora normal pueden actuar como patógenos oportunistas, especialmente en huéspedes que se vuelven susceptibles por cardiopatía reumática, inmunosupresión, radioterapia, quimioterapia, membranas mucosas perforadas, etc. La flora de la hendidura gingival causa caries dental en aproximadamente el 80 por ciento de los casos. población.


Instalación básica de expresión y purificación de proteínas

Para acelerar la producción de proteínas, hemos adoptado una estrategia de expresión paralela de una proteína a partir de una variedad de vectores que contienen diferentes etiquetas y / o parejas de fusión, y una variedad de cepas hospedadoras de E. coli. Este enfoque no solo debería ganarnos mucho tiempo, sino que también debería dar como resultado una mayor cantidad de proteínas expresadas con éxito.

La estrategia de expresión consta de los siguientes dos conjuntos de experimentos:

1. La expresión de una proteína en una cepa huésped básica de E. coli a partir de una variedad de vectores con diferentes etiquetas y / o parejas de fusión.

Nuestra primera pantalla es expresar una proteína en BL21 (DE3) a partir de vectores pET modificados con la siguiente selección de etiquetas y socios de fusión:

Etiqueta socio de fusión
N-terminal His6-etiqueta
N-terminal His6-etiqueta tiorredoxina
N-terminal His6-etiqueta glutatión-S-transferasa (GST)
N-terminal His6-etiqueta proteína de unión a maltosaMBP)
N-terminal His6-etiqueta disulfuro oxidorreductasaDsbA)
N-terminal His6-etiqueta Nusa
C-terminal His6-etiqueta

2. La expresión de una proteína a partir de un vector estándar en diferentes E. coli cepas hospedadoras.

La elección de las cepas huésped depende más de la naturaleza de la proteína heteróloga. Deben hacerse las siguientes consideraciones:

  • Si la proteína contiene una gran cantidad de raro E. coli codones, vale la pena intentar expresarlo en una cepa que coexprese los ARNt para estos codones raros. Hay varias cepas disponibles comercialmente:
  • Si la proteína contiene uno o más enlaces disulfuro, se estimula el plegamiento adecuado en la cepa huésped con un entorno citoplasmático más oxidante. Hay dos cepas disponibles comercialmente en Novagen:

  • Si la proteína es tóxico a la célula, expresión en una cepa que contiene el pLysS o pLIQUE vector refuerza la regulación de los sistemas de expresión utilizando el Promotor T7. Estos vectores expresan lisozima, que se une a la ARN polimerasa de T7 e inactiva. Las cepas están disponibles comercialmente de diferentes fabricantes.

Nuestra primera pantalla es expresar una proteína de un vector pET modificado con un N-terminal His6-etiqueta en las siguientes cepas de hospedadores:

Cepa huésped
BL21 (DE3)
PLISTA BL21 (DE3)
BL21 (DE3) CodonPlus-RIL (-RP) o Rosetta (DE3)
Origami (DE3)

Para el cribado rápido de los niveles de expresión y solubilidad de proteínas de los diferentes vectores y en las diferentes cepas, hemos desarrollado un método a pequeña escala mediante cromatografía en perlas magnéticas.

Los resultados de la primera pantalla serán un punto de partida para nuevos experimentos en caso de que no se hayan encontrado condiciones de expresión satisfactorias. En los otros capítulos de este sitio web se analizará cómo optimizar los niveles de expresión, mejorar la solubilidad de las proteínas, mejorar la estabilidad de las proteínas y disminuir la toxicidad de las proteínas.

Método de expresión

Un experimento de expresión típico consta del siguiente paso:

  • Escogiendo de un colonia única de una placa recién rayada del huésped de expresión que contiene el vector recombinante. Cuando la proteína heteróloga es tóxica para las células, se obtienen niveles de expresión más altos utilizando el método denominado de recubrimiento.
  • Crecimiento de un Cultura inicial. Inocular con la colonia recogida hasta 50 ml de medio rico (como LB o 2xYT) que contiene el antibiótico apropiado. Cuando se requiera un cultivo iniciador más grande, inocular 4 ml de medio rico con el crecimiento de una sola colonia durante 4-8 horas a 37 ° C y usar esto para inocular el cultivo iniciador.

¡No deje que los cultivos crezcan a 37 ° C durante la noche! Es mejor cultivar durante la noche a 30 ° C o menos. Alternativamente, el cultivo se puede incubar a 37 ° C hasta que la DO600 es aprox. 1. Luego, almacene el cultivo a 4 ° C durante la noche. A la mañana siguiente, recolecte las células por centrifugación, resuspenda en medio fresco y utilícelo para inocular el cultivo principal.

El uso de ampicilina requiere cuidados especiales. El marcador seleccionable, b -lactamasa, se secreta al medio donde hidrólisis toda la ampicilina. Este punto ya se alcanza cuando el cultivo está apenas turbio. A partir de aquí, las células que carecen del plásmido no se matarán y podrían crecer demasiado en el cultivo (que se puede probar mediante una prueba de estabilidad del plásmido). Algunas posibles soluciones son:

  • cultivar durante la noche a 30 ° C o menos.
  • centrifugar los cultivos durante la noche y resuspender el sedimento en medio fresco para eliminar la β-lactamasa.
  • usa el más estable carbenicilina en lugar de ampicilina.
  • Inoculación del cultivo principal y incubación hasta OD600 alcanza 0,4-1. El valor óptimo de DO depende del método de cultivo y el medio. Para cultivos en matraz con medio LB y sobredosis600de 0.6 es recomendado. Para incrementar la tasa de crecimiento, realizamos los cultivos a 37 ° C hasta alcanzar la DO de inducción. Luego, los cultivos se enfrían a la temperatura de inducción en agua helada.

Observación: para una buena aireación, no use más medio que 20% del volumen total del matraz.

  • Inducción de expresión de proteínas. La expresión de proteínas se induce mediante la adición del inductor adecuado o cambiando las condiciones de crecimiento. A partir de este momento, las células utilizarán la mayor parte de sus recursos para la producción de la proteína diana y no crecerán mucho más.

Para los promotores más utilizados, las condiciones de inducción se enumeran a continuación.

Promotor inducción condición típica distancia
trc (híbrido) adición de IPTG 0,2 mM 0,05 - 2,0 mM
araBAD adición de l-arabinosa 0.2% 0.002 - 0.4 %
PAGL cambiando la temperatura de 37 a 42 ° C
T7-laca operador adición de IPTG 0,2 mM 0,05 -2,0 mM

Después de la inducción, los cultivos se incuban de 3 horas a toda la noche, dependiendo de la temperatura de inducción. Las líneas de guía se dan a continuación.


Contenido

En general, las proteínas poseen más o menos la capacidad de coordinar iones metálicos en su superficie, y es posible separar proteínas mediante cromatografía haciendo uso de la diferencia en su afinidad. Esta es la cromatografía de afinidad de iones metálicos inmovilizados anunciada en 1975. [2] Estudios posteriores han revelado que entre los aminoácidos que constituyen las proteínas, la histidina está fuertemente involucrada en el enlace coordinado con los iones metálicos. [3] Por lo tanto, si se añaden varias histidinas al final de la proteína mediante ingeniería genética, la afinidad de la proteína por el ion metálico aumenta notablemente y la idea básica es que la purificación se puede realizar fácilmente. Cuando una proteína que tiene una etiqueta His se pone en contacto con un portador en el que se inmoviliza un ión metálico como el níquel en condiciones de pH 8 o superior, el residuo de histidina quela el ión metálico y se une al portador. Dado que otras proteínas no se unen al portador o solo se unen muy débilmente, se pueden eliminar lavando el portador con un tampón apropiado. Posteriormente, eliminando imidazol o similares del vehículo, es posible recuperar la proteína que tiene la etiqueta His con alta pureza.

Opción práctica Editar

Transportista Editar

Hay en el mercado varios vehículos como la agarosa Ni-NTA (ácido níquel-nitrilotriacético). Se empaqueta en una columna y se usa en combinación con centrifugación y separación magnética en un tubo de ensayo.

Iones metálicos Editar

Como ion metálico, el cobre tiene la mayor afinidad y la afinidad disminuye en el orden del níquel, zinc y cobalto [ cita necesaria ]. El níquel se usa a menudo para fines ordinarios y el cobalto se usa cuando se desea aumentar la pureza de la purificación.

Método de elución Editar

Para eluir la proteína marcada con His del vehículo, hay una pluralidad de métodos como sigue y se usará apropiadamente de acuerdo con el propósito. Para evitar la desnaturalización de las proteínas, es deseable que sean lo más suaves posible, y la adición de imidazol se usa a menudo desde este punto de vista.

Competencia con análogos Editar

Cuando se agrega un compuesto que tiene una estructura similar al residuo de histidina en una concentración alta, la proteína compite con la coordinación del ión metálico, de modo que la proteína se separa del portador. El imidazol es un compuesto que constituye la cadena lateral de la histidina y se usa con frecuencia a una concentración de 150 mM o más. Además, en algunos casos se pueden usar histidina e histamina.

Disminución del pH Editar

Cuando el pH disminuye, el residuo de histidina se protona y ya no puede coordinar la etiqueta metálica, lo que permite eluir la proteína. Cuando se usa níquel como ión metálico, se eluye a alrededor de 4 y el cobalto a alrededor de 6.

Eliminación de iones metálicos Editar

Cuando se agrega un agente quelante fuerte, la proteína se desprende del portador porque se pierde el ión metálico inmovilizado en el portador. Se utiliza exclusivamente EDTA.

Purificación de proteínas Editar

Las etiquetas de polihistidina se utilizan a menudo para la purificación por afinidad de proteínas recombinantes etiquetadas con polihistidina expresadas en Escherichia coli [4] y otros sistemas de expresión procarióticos. Las células bacterianas se recolectan mediante centrifugación y el sedimento celular resultante se lisa por medios físicos o por medio de detergentes y enzimas tales como lisozima o cualquier combinación de estos. En esta etapa, el lisado crudo contiene la proteína recombinante entre muchas otras proteínas que se originan en el hospedador bacteriano. Esta mezcla se incuba con una resina de afinidad que contiene iones de níquel o cobalto divalentes unidos, que están disponibles comercialmente en diferentes variedades. El níquel y el cobalto tienen propiedades similares y, como son metales de transición del período 4 adyacentes (v. tríada de hierro). Estas resinas son generalmente sefarosa / agarosa funcionalizada con un quelante, como ácido iminodiacético (Ni-IDA) y ácido nitrilotriacético (Ni-NTA) para níquel y carboxil-metil aspartato (Co-CMA) para cobalto, que se une a la etiqueta de polihistidina. con afinidad micromolar. Ernst Hochuli y col. acopló 1987 el ligando NTA y los iones de níquel a perlas de agarosa. [5] Luego, la resina se lava con tampón fosfato para eliminar las proteínas que no interactúan específicamente con el ión cobalto o níquel. Con los métodos basados ​​en Ni, la eficacia del lavado se puede mejorar mediante la adición de imidazol 20 mM (las proteínas se eluyen normalmente con imidazol 150-300 mM). Generalmente, las resinas a base de níquel tienen una mayor capacidad de unión, mientras que las resinas a base de cobalto ofrecen la mayor pureza. La pureza y la cantidad de proteína se pueden evaluar mediante SDS-PAGE y transferencia Western. [ cita necesaria ]

La purificación por afinidad usando una etiqueta de polihistidina generalmente da como resultado una proteína relativamente pura cuando la proteína recombinante se expresa en organismos procariotas. Dependiendo de las aplicaciones posteriores, incluida la purificación de complejos de proteínas para estudiar interacciones de proteínas, la purificación de organismos superiores como levaduras u otros eucariotas puede requerir una purificación de afinidad en tándem [6] utilizando dos etiquetas para producir una mayor pureza. Alternativamente, la purificación en una sola etapa usando iones de cobalto inmovilizados en lugar de iones de níquel generalmente produce un aumento sustancial de la pureza y requiere concentraciones de imidazol más bajas para la elución de la proteína marcada con his.

El marcado con polihistidina es la opción de elección para purificar proteínas recombinantes en condiciones desnaturalizantes porque su modo de acción depende únicamente de la estructura primaria de las proteínas. Por ejemplo, incluso cuando una proteína recombinante expresada a la fuerza en E. coli produce un cuerpo de inclusión y no se puede obtener como proteína soluble, se puede purificar con desnaturalización con urea o clorhidrato de guanidina. Generalmente, para este tipo de técnica, la unión de histidina se titula usando pH en lugar de unión de imidazol; a un pH alto, la histidina se une al níquel o al cobalto, pero a un pH bajo (

4 para el níquel), la histidina se protona y compite con el ion metálico. Compare esto con la purificación de anticuerpos y la purificación de GST, un requisito previo para el cual es el plegamiento adecuado (nativo) de las proteínas involucradas. Por otro lado, se dice que la etiqueta His tiende a agregarse e insolubilizarse más que otras etiquetas de afinidad.

Las columnas de etiquetas de polihistidina retienen varias proteínas conocidas como impurezas. Uno de ellos es la peptidil prolil isomerasa de tipo FKBP, que aparece alrededor de los 25 kDa (SlyD). Las impurezas se eliminan generalmente mediante una técnica cromatográfica secundaria, o expresando la proteína recombinante en un SlyD deficiente. E. coli cepa. [7] Alternativamente, en comparación con las resinas a base de níquel, las resinas a base de cobalto tienen menos afinidad con SlyD de E. coli, pero en varios casos, es moderadamente útil. [8]

Separando una de dos etiquetas de polihistidina Editar

Las proteínas con diferentes números de etiquetas de polihistidina eluyen de manera diferente a la resina de afinidad con níquel. Para las proteínas con una sola etiqueta de hexahistidina, el imidazol 75 mM permite la elución de Ni-NTA, mientras que para las proteínas con dos etiquetas de hexahistidina, se requiere imidazol 100 mM para la elución. [ cita necesaria ] Esta elución escalonada puede usarse para aislar conjuntos de proteínas específicos de una mezcla, como heteromultímeros definidos (por ejemplo, un heterodímero AB de una mezcla que incluye homodímeros AA y BB, si solo la subunidad B tiene una etiqueta de polihistidina). Este enfoque se utilizó en aislamiento de estreptavidina monovalente. [9]

Ensayos de unión Editar

El marcado con polihistidina se puede utilizar para detectar interacciones proteína-proteína de la misma forma que un ensayo de extracción. Sin embargo, esta técnica generalmente se considera menos sensible y también está restringida por algunos de los aspectos más delicados de esta técnica. Por ejemplo, no se pueden usar condiciones reductoras, no se pueden usar EDTA y muchos tipos de detergentes. Los avances recientes en la interferometría de polarización dual son adecuados para EDTA y un uso más amplio de reactivos, y el uso de tales etiquetas específicas del sitio simplifica enormemente la medición directa del cambio conformacional asociado. [ cita necesaria ]

Etiquetas fluorescentes Editar

También se han desarrollado etiquetas CyDye de hexahistadina. Estos utilizan la coordinación covalente de níquel con los grupos EDTA unidos a los fluoróforos para crear tintes que se adhieren a la etiqueta de polihistidina. Se ha demostrado que esta técnica es eficaz para seguir la migración y el tráfico de proteínas. También ha habido descubrimientos recientes que muestran que esta técnica puede ser efectiva para medir la distancia a través de la transferencia de energía por resonancia fluorescente. [10]

Etiquetas de fluorohistidina Editar

Se ha informado de una etiqueta de polifluorohistidina para su uso en in vitro sistemas de traducción. [11] En este sistema, se utiliza un código genético ampliado en el que la histidina se reemplaza por 4-fluorohistidina. El análogo fluorado se incorpora a los péptidos a través de la especificidad de sustrato relajada de la histidina-tRNA ligasa y reduce la pK general.a de la etiqueta. Esto permite el enriquecimiento selectivo de péptidos etiquetados con polifluorohistidina en presencia de mezclas complejas de etiquetas tradicionales de polihistidina alterando el pH de los tampones de lavado.

Las etiquetas de polihistidina más comunes están formadas por seis residuos de histidina (etiqueta 6xHis), que se agregan en el extremo N precedido por metionina o C-terminal antes de un codón de terminación, en la secuencia codificante de la proteína de interés. La elección del extremo donde se agrega la etiqueta His dependerá principalmente de las características de la proteína y de los métodos elegidos para eliminar la etiqueta. Algunos extremos están enterrados dentro del núcleo de la proteína y otros son importantes para la función o estructura de la proteína.En esos casos, la elección se limita al otro extremo. Por otro lado, la mayoría de las exopeptidasas disponibles solo pueden eliminar la etiqueta His del extremo N-terminal, eliminar la etiqueta del extremo C requerirá el uso de otras técnicas. Es importante tener en cuenta que la simulación por computadora (por dinámica molecular) lo ayudará a elegir entre opciones, por ejemplo, si la etiqueta His debe ser digerida o diseñada para el terminal N o C. [12]

Hay dos formas de agregar polihistidinas. La más simple es insertar el ADN que codifica la proteína en un vector que codifica una etiqueta His para que se adhiera automáticamente a uno de sus extremos (ver imagen). Otra técnica es realizar una PCR con cebadores que tienen codones repetitivos de histidina (CAT o CAC) justo al lado del codón START o STOP además de varias (16 o más) bases de un extremo del ADN que codifica la proteína a marcar ( vea el ejemplo de imprimación a continuación). [ cita necesaria ]

Ejemplo de cebador diseñado para agregar una etiqueta 6xHis mediante PCR. Se insertan dieciocho bases que codifican seis histidinas justo después del codón START o justo antes del codón STOP. Se necesitan al menos 16 bases específicas para el gen de interés junto a la etiqueta His. Con 6 His, la proteína tendrá un peso molecular añadido de 1 kDa. A menudo, se coloca un enlazador (como gly-gly-gly o gly-ser-gly) entre la proteína de interés y la etiqueta 6 His para evitar que la etiqueta de polihistidina afecte la actividad de la proteína que se está etiquetando. [ cita necesaria ]

La etiqueta de polihistidina también se puede usar para detectar la proteína mediante anticuerpos anti-etiqueta de polihistidina o alternativamente mediante tinción en gel (SDS-PAGE) con sondas fluorescentes que llevan iones metálicos. Esto puede ser útil en la localización subcelular, ELISA, transferencia de Western u otros métodos inmunoanalíticos. [ cita necesaria ]

La etiqueta de polihistidina se puede utilizar con éxito para la inmovilización de proteínas en una superficie tal como en una placa de microtitulación recubierta de níquel o cobalto o en una matriz de proteínas. [13]

Etiqueta HQ Editar

La etiqueta HQ tiene histidina y glutamina alternas (HQHQHQ).

Etiqueta HN Editar

La etiqueta HN tiene histidina y asparagina alternas (HNHNHNHNHNHN) y es más probable que se presente en la superficie de la proteína que las etiquetas de solo histidina. La etiqueta HN se une al ión metálico inmovilizado de manera más eficaz que la etiqueta His. [14]

Etiqueta SOMBRERO Editar

La etiqueta HAT es una etiqueta peptídica (KDHLIHNVHKEEHAHAHNK) derivada de la lactato deshidrogenasa de pollo, y es más probable que sea una proteína soluble sin sesgo en la distribución de carga en comparación con la etiqueta His. [15] La disposición de las histidinas en la etiqueta HAT permite una alta accesibilidad en comparación con la etiqueta His, y se une de manera eficiente al ión metálico inmovilizado.


Contenido

El proceso fue descubierto por Joshua Lederberg y Edward Tatum [9] en 1946.

  1. La célula donante produce pilus.
  2. Pilus se adhiere a la célula receptora y une las dos células.
  3. El plásmido móvil se corta y luego se transfiere una sola hebra de ADN a la célula receptora.
  4. Ambas células sintetizan una hebra complementaria para producir un plásmido circular de doble hebra y también reproducen pili, ambas células ahora son donantes viables para el factor F. [1]

El plásmido F es un episoma (un plásmido que puede integrarse en el cromosoma bacteriano mediante recombinación homóloga) con una longitud de aproximadamente 100 kb. Lleva su propio origen de replicación, el oriV, y un origen de transferencia, o oriT. [4] Solo puede haber una copia del plásmido F en una bacteria dada, ya sea libre o integrada, y las bacterias que poseen una copia se denominan F-positivo o F-plus (denotado F +). Las células que carecen de plásmidos F se denominan F-negativo o F-menos (F -) y como tal pueden funcionar como células receptoras.

Entre otra información genética, el plásmido F lleva un tra y trb locus, que en conjunto tienen aproximadamente 33 kb de largo y constan de aproximadamente 40 genes. los tra locus incluye el pilin genes y genes reguladores, que juntos forman pili en la superficie celular. El locus también incluye los genes de las proteínas que se adhieren a la superficie de las bacterias F e inician la conjugación. Aunque existe cierto debate sobre el mecanismo exacto de conjugación, parece que los pili no son las estructuras a través de las cuales se produce el intercambio de ADN. Esto se ha demostrado en experimentos en los que se permite que los pilus hagan contacto, pero luego se desnaturalizan con SDS y, sin embargo, la transformación del ADN continúa. Varias proteínas codificadas en el tra o trb el locus parece abrir un canal entre las bacterias y se cree que la enzima traD, ubicada en la base del pilus, inicia la fusión de la membrana.

Cuando la conjugación es iniciada por una señal, el relajarse La enzima crea una muesca en una de las hebras del plásmido conjugativo en el oriT. La relaxasa puede funcionar sola o en un complejo de más de una docena de proteínas conocidas colectivamente como relajante. En el sistema del plásmido F, la enzima relaxasa se llama TraI y el relaxosoma consta de TraI, TraY, TraM y el factor huésped integrado IHF. La hebra mellada, o Hebra en T, luego se desenrolla de la hebra intacta y se transfiere a la célula receptora en una dirección del extremo 5 'al extremo 3'. La hebra restante se replica independientemente de la acción conjugativa (la replicación vegetativa comienza en el oriV) o en concierto con la conjugación (replicación conjugativa similar a la replicación en círculo rodante del fago lambda). La replicación conjugativa puede requerir una segunda mella antes de que pueda ocurrir una transferencia exitosa. Un informe reciente afirma haber inhibido la conjugación con sustancias químicas que imitan un paso intermedio de este segundo evento de mella. [10]

Si el plásmido F que se transfiere se ha integrado previamente en el genoma del donante (produciendo una cepa de Hfr ["alta frecuencia de recombinación"]), parte del ADN cromosómico del donante también se puede transferir con el ADN del plásmido. [3] La cantidad de ADN cromosómico que se transfiere depende de cuánto tiempo permanezcan en contacto las dos bacterias conjugadas. En cepas de laboratorio comunes de E. coli la transferencia de todo el cromosoma bacteriano tarda unos 100 minutos. El ADN transferido puede luego integrarse en el genoma del receptor mediante recombinación homóloga.

Un cultivo celular que contiene en su población células con plásmidos F no integrados generalmente también contiene algunas células que han integrado accidentalmente sus plásmidos. Son estas células las responsables de las transferencias de genes cromosómicas de baja frecuencia que se producen en dichos cultivos. Algunas cepas de bacterias con un plásmido F integrado se pueden aislar y cultivar en cultivo puro. Debido a que estas cepas transfieren genes cromosómicos de manera muy eficiente, se denominan Hfr (hIG H Ffrecuencia de recombinación). los E. coli El genoma se cartografió originalmente mediante experimentos de apareamiento interrumpido en los que varias células Hfr en el proceso de conjugación se separaron de los receptores después de menos de 100 minutos (inicialmente usando un mezclador Waring). Luego se investigaron los genes que fueron transferidos.

Dado que la integración del plásmido F en el E. coli El cromosoma es una ocurrencia espontánea rara, y dado que los numerosos genes que promueven la transferencia de ADN se encuentran en el genoma del plásmido y no en el genoma bacteriano, se ha argumentado que la transferencia de genes bacterianos conjugados, como ocurre en el E. coli El sistema Hfr no es una adaptación evolutiva del huésped bacteriano, ni es probablemente ancestral del sexo eucariota. [13]

Cigogénesis espontánea en E. coli

Además de la conjugación bacteriana clásica descrita anteriormente para E. coli, una forma de conjugación conocida como zigogénesis espontánea (apareamiento Z para abreviar) se observa en ciertas cepas de E. coli. [6] En el apareamiento Z hay una mezcla genética completa y se forman diploides inestables que arrojan células fenotípicamente haploides, de las cuales algunas muestran un fenotipo parental y otras son verdaderas recombinantes.

Conjugación en Micobacterias esmegmatis, como conjugación en E. coli, requiere un contacto estable y prolongado entre un donante y una cepa receptora, es resistente a la ADNasa y el ADN transferido se incorpora al cromosoma del receptor mediante recombinación homóloga. Sin embargo, a diferencia de E. coli La conjugación de Hfr, la conjugación de micobacterias se basa en cromosomas en lugar de plásmidos. [7] [8] Además, a diferencia de E. coli Conjugación Hfr, en M. smegmatis todas las regiones del cromosoma se transfieren con eficiencias comparables. Las longitudes de los segmentos donantes varían ampliamente, pero tienen una longitud promedio de 44,2 kb. Dado que se transfieren una media de 13 tractos, el total medio de ADN transferido por genoma es de 575 kb. [8] Este proceso se conoce como "Transferencia conyugal distributiva". [7] [8] Gray y col. [7] encontró una combinación sustancial de los genomas parentales como resultado de la conjugación y consideró que esta combinación recuerda a la observada en los productos meióticos de la reproducción sexual.

Bacterias relacionadas con la fijación de nitrógeno. Rizobios son un caso interesante de conjugación entre reinos. [14] Por ejemplo, el plásmido inductor de tumores (Ti) de Agrobacterium y el plásmido inductor de tumor de raíz (Ri) de A. rhizogenes contienen genes que son capaces de transferirse a las células vegetales. La expresión de estos genes transforma eficazmente las células vegetales en fábricas productoras de opinión. Las bacterias utilizan las opiniones como fuentes de nitrógeno y energía. Las células infectadas forman la agalla de la corona o los tumores de la raíz. Los plásmidos Ti y Ri son, por tanto, endosimbiontes de las bacterias, que a su vez son endosimbiontes (o parásitos) de la planta infectada.

Los plásmidos Ti y Ri también se pueden transferir entre bacterias usando un sistema (el tra, o transferencia, operón) que es diferente e independiente del sistema utilizado para la transferencia entre reinos (el vir, o virulencia, operón). Tales transferencias crean cepas virulentas a partir de cepas previamente avirulentas.

La conjugación es un medio conveniente para transferir material genético a una variedad de objetivos. En los laboratorios, se han reportado transferencias exitosas de bacterias a levaduras, [15] plantas, células de mamíferos, [16] [17] diatomeas [18] y mitocondrias aisladas de mamíferos. [19] La conjugación tiene ventajas sobre otras formas de transferencia genética, incluida la alteración mínima de la envoltura celular del objetivo y la capacidad de transferir cantidades relativamente grandes de material genético (ver la discusión anterior de E. coli transferencia de cromosomas). En ingeniería de plantas, Agrobacterium-como conjugación complementa otros vehículos estándar como el virus del mosaico del tabaco (TMV). Si bien el TMV es capaz de infectar a muchas familias de plantas, estas son principalmente dicotiledóneas herbáceas. Agrobacterium-como la conjugación también se usa principalmente para dicotiledóneas, pero los receptores de monocotiledóneas no son infrecuentes.


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El etanol celulósico es un tipo de biocombustible producido a partir de lignocelulosa, un material estructural que comprende gran parte de la masa de las plantas y está compuesto principalmente por celulosa, hemicelulosa y lignina. Las fuentes populares de lignocelulosa incluyen tanto productos de desecho agrícolas (por ejemplo, rastrojo de maíz o astillas de madera) y pastos como pasto varilla y miscanthus especies. [1] Estas materias primas para la producción de etanol tienen la ventaja de ser abundantes y diversas y no competirían con la producción de alimentos, a diferencia de los azúcares de maíz y caña de uso más común. [2] Sin embargo, también requieren más procesamiento para que los monómeros de azúcar estén disponibles para los microorganismos que se usan típicamente para producir etanol por fermentación, lo que eleva el precio del etanol derivado de celulosa. [3]

El etanol celulósico puede reducir las emisiones de gases de efecto invernadero en un 85% en comparación con la gasolina reformulada. [4] Por el contrario, el etanol de almidón (por ejemplo, de maíz), que utiliza con mayor frecuencia gas natural para proporcionar energía para el proceso, puede no reducir en absoluto las emisiones de gases de efecto invernadero dependiendo de cómo se produzca la materia prima a base de almidón. [5] Según la Academia Nacional de Ciencias en 2011, no existe una biorrefinería comercialmente viable para convertir la biomasa lignocelulósica en combustible. [6] La ausencia de producción de etanol celulósico en las cantidades requeridas por el reglamento fue la base de una decisión del Tribunal de Apelaciones de los Estados Unidos para el Distrito de Columbia anunciada el 25 de enero de 2013, anulando un requisito impuesto a los productores de combustible de automóviles y camiones en el Estados Unidos por la Agencia de Protección Ambiental que requiere la adición de biocombustibles celulósicos a sus productos. [7] Estos problemas, junto con muchos otros desafíos de producción difíciles, llevaron a los investigadores de políticas de la Universidad George Washington a afirmar que "a corto plazo, el etanol [celulósico] no puede cumplir con los objetivos ambientales y de seguridad energética de una alternativa a la gasolina". [8]

El químico francés Henri Braconnot fue el primero en descubrir que la celulosa podía hidrolizarse en azúcares mediante tratamiento con ácido sulfúrico en 1819. [9] El azúcar hidrolizado podía procesarse para formar etanol mediante fermentación. La primera producción de etanol comercializada comenzó en Alemania en 1898, donde se utilizó ácido para hidrolizar la celulosa. En los Estados Unidos, Standard Alcohol Company abrió la primera planta de producción de etanol celulósico en Carolina del Sur en 1910. Posteriormente, se abrió una segunda planta en Luisiana. Sin embargo, ambas plantas se cerraron después de la Primera Guerra Mundial por razones económicas. [10]

El primer intento de comercializar un proceso de etanol a partir de madera se realizó en Alemania en 1898. Implicó el uso de ácido diluido para hidrolizar la celulosa en glucosa, y fue capaz de producir 7,6 litros de etanol por 100 kg de residuos de madera (18 US gal (68 L) por tonelada). Los alemanes pronto desarrollaron un proceso industrial optimizado para rendimientos de alrededor de 50 galones estadounidenses (190 L) por tonelada de biomasa. Este proceso pronto llegó a los Estados Unidos, culminando en dos plantas comerciales que operaron en el sureste durante la Primera Guerra Mundial. Estas plantas utilizaron lo que se llamó "el Proceso Americano" - una hidrólisis de ácido sulfúrico diluido en una etapa. Aunque los rendimientos fueron la mitad que los del proceso alemán original (25 galones estadounidenses (95 L) de etanol por tonelada frente a 50), el rendimiento del proceso estadounidense fue mucho mayor. Una caída en la producción de madera forzó el cierre de las plantas poco después del final de la Primera Guerra Mundial. Mientras tanto, en el Laboratorio de Productos Forestales del USFS continuaba una pequeña pero constante investigación sobre la hidrólisis ácida diluida. [11] [12] [13] Durante la Segunda Guerra Mundial, Estados Unidos volvió a recurrir al etanol celulósico, esta vez para convertirlo en butadieno para producir caucho sintético. Se contrató a Vulcan Copper and Supply Company para construir y operar una planta para convertir el aserrín en etanol. La planta se basó en modificaciones del proceso original de German Scholler desarrollado por el Laboratorio de Productos Forestales. Esta planta logró un rendimiento de etanol de 50 galones estadounidenses (190 L) por tonelada seca, pero aún no era rentable y se cerró después de la guerra. [14]

Con el rápido desarrollo de las tecnologías enzimáticas en las últimas dos décadas, el proceso de hidrólisis ácida ha sido reemplazado gradualmente por la hidrólisis enzimática. Se requiere un pretratamiento químico de la materia prima para hidrolizar (separar) la hemicelulosa, por lo que se puede convertir de manera más efectiva en azúcares. El pretratamiento con ácido diluido se desarrolla sobre la base de los primeros trabajos sobre hidrólisis ácida de la madera en el Laboratorio de Productos Forestales del USFS. Recientemente, el Laboratorio de Productos Forestales junto con la Universidad de Wisconsin-Madison desarrolló un pretratamiento con sulfito para superar la recalcitrancia de la lignocelulosa para la hidrólisis enzimática robusta de la celulosa de la madera. [15]

En su discurso sobre el estado de la Unión de 2007 el 23 de enero de 2007, el presidente de los Estados Unidos, George W. Bush, anunció un mandato propuesto para 35 mil millones de galones estadounidenses (130 × 10 ^ 9 L) de etanol para 2017. Más tarde ese año, el Departamento de Energía de EE. UU. Otorgó $ 385 millones en subvenciones destinadas a impulsar la producción de etanol a partir de fuentes no tradicionales como astillas de madera, pasto varilla y cáscaras de cítricos. [dieciséis]

Las etapas para producir etanol mediante un enfoque biológico son: [17]

  1. Una fase de "pretratamiento" para hacer que el material lignocelulósico, como la madera o la paja, sea susceptible de hidrólisis.
  2. Hidrólisis de celulosa (celulólisis) para descomponer las moléculas en azúcares.
  3. Fermentación microbiana de la solución de azúcar.
  4. Destilación y deshidratación para producir alcohol puro.

En 2010, se desarrolló una cepa de levadura modificada genéticamente para producir sus propias enzimas que digieren la celulosa. [18] Suponiendo que esta tecnología se pueda escalar a niveles industriales, eliminaría uno o más pasos de la celulolisis, reduciendo tanto el tiempo requerido como los costos de producción. [ cita necesaria ]

Aunque la lignocelulosa es el recurso material vegetal más abundante, su usabilidad se ve limitada por su estructura rígida. Como resultado, se necesita un pretratamiento eficaz para liberar la celulosa del sello de lignina y su estructura cristalina para hacerla accesible para una etapa de hidrólisis posterior. [19] De lejos, la mayoría de los pretratamientos se realizan por medios físicos o químicos. Para lograr una mayor eficiencia, se requieren pretratamientos tanto físicos como químicos. El pretratamiento físico implica la reducción del tamaño de las partículas de biomasa mediante métodos de procesamiento mecánico como molienda o extrusión. El pretratamiento químico despolimeriza parcialmente la lignocelulosa para que las enzimas puedan acceder a la celulosa para reacciones microbianas. [20]

Las técnicas de pretratamiento químico incluyen hidrólisis ácida, explosión de vapor, expansión de fibra de amoniaco, organosolv, pretratamiento con sulfito, fraccionamiento AVAP® (SO2-etanol-agua), [21] oxidación alcalina húmeda y pretratamiento con ozono. [22] Además de la liberación efectiva de celulosa, un pretratamiento ideal debe minimizar la formación de productos de degradación porque pueden inhibir las etapas posteriores de hidrólisis y fermentación. [23] La presencia de inhibidores complica aún más y aumenta el costo de producción de etanol debido a los pasos necesarios de desintoxicación. Por ejemplo, aunque la hidrólisis ácida es probablemente la técnica de pretratamiento más antigua y estudiada, produce varios inhibidores potentes, incluidos el furfural y el hidroximetilfurfural. [24] La expansión de fibra de amoniaco (AFEX) es un ejemplo de un pretratamiento prometedor que no produce inhibidores. [25]

La mayoría de los procesos de pretratamiento no son efectivos cuando se aplican a materias primas con alto contenido de lignina, como la biomasa forestal. Estos requieren enfoques alternativos o especializados. Los procesos Organosolv, SPORL ('pretratamiento con sulfito para superar la recalcitrancia de la lignocelulosa') y SO2-etanol-agua (AVAP®) son los tres procesos que pueden lograr una conversión de celulosa superior al 90% para la biomasa forestal, especialmente las de especies de madera blanda. SPORL es el proceso más eficiente energéticamente (producción de azúcar por unidad de consumo energético en pretratamiento) y robusto para el pretratamiento de biomasa forestal con muy baja producción de inhibidores de fermentación. El despulpado orgánico es particularmente efectivo para maderas duras y ofrece una fácil recuperación de un producto de lignina hidrófoba mediante dilución y precipitación.[26] & lt / ref & gt El proceso AVAP® fracciona eficazmente todos los tipos de lignocelulósicos en celulosa limpia altamente digestible, azúcares de hemicelulosa no degradados, lignina reactiva y lignosulfonatos, y se caracteriza por una recuperación eficiente de productos químicos. [27] [28]

Procesos celulolíticos Editar

La hidrólisis de la celulosa (celulólisis) produce azúcares simples que pueden fermentarse en alcohol. Hay dos procesos principales de celulólisis: procesos químicos que utilizan ácidos o reacciones enzimáticas que utilizan celulasas. [17]

Hidrólisis química Editar

En los métodos tradicionales desarrollados en el siglo XIX y principios del XX, la hidrólisis se realiza atacando la celulosa con un ácido. [29] Se puede usar ácido diluido a altas temperaturas y alta presión, o se puede usar ácido más concentrado a temperaturas y presión atmosférica más bajas. Una mezcla celulósica descristalizada de ácido y azúcares reacciona en presencia de agua para completar moléculas de azúcar individuales (hidrólisis). El producto de esta hidrólisis luego se neutraliza y la fermentación de levadura se usa para producir etanol. Como se mencionó, un obstáculo importante para el proceso de ácido diluido es que la hidrólisis es tan fuerte que se producen productos de degradación tóxicos que pueden interferir con la fermentación. BlueFire Renewables utiliza ácido concentrado porque no produce tantos inhibidores de fermentación, pero debe separarse de la corriente de azúcar para que el reciclaje [separación cromatográfica de lecho móvil simulado, por ejemplo] sea comercialmente atractivo. [ cita necesaria ]

Los científicos del Servicio de Investigación Agrícola descubrieron que pueden acceder y fermentar casi todos los azúcares restantes en la paja de trigo. Los azúcares se encuentran en las paredes celulares de la planta, que son notoriamente difíciles de degradar. Para acceder a estos azúcares, los científicos pretrataron la paja de trigo con peróxido alcalino y luego usaron enzimas especializadas para romper las paredes celulares. Este método produjo 93 galones estadounidenses (350 L) de etanol por tonelada de paja de trigo. [30]

Hidrólisis enzimática Editar

Las cadenas de celulosa pueden romperse en moléculas de glucosa mediante enzimas celulasa. Esta reacción ocurre a la temperatura corporal en el estómago de rumiantes como el ganado vacuno y ovino, donde las enzimas son producidas por microbios. Este proceso utiliza varias enzimas en varias etapas de esta conversión. Utilizando un sistema enzimático similar, los materiales lignocelulósicos pueden hidrolizarse enzimáticamente en condiciones relativamente suaves (50 ° C y pH 5), lo que permite la degradación eficaz de la celulosa sin la formación de subproductos que de otro modo inhibirían la actividad enzimática. Todos los principales métodos de pretratamiento, incluido el ácido diluido, requieren un paso de hidrólisis enzimática para lograr un alto rendimiento de azúcar para la fermentación del etanol. [25]

Se pueden usar enzimas fúngicas para hidrolizar la celulosa. La materia prima (a menudo madera o paja) todavía tiene que ser tratada previamente para que sea susceptible de hidrólisis. [31] En 2005, Iogen Corporation anunció que estaba desarrollando un proceso utilizando el hongo Trichoderma reesei para secretar "enzimas especialmente diseñadas" para un proceso de hidrólisis enzimática. [32]

Otra empresa canadiense, SunOpta, utiliza pretratamiento por explosión de vapor, proporcionando su tecnología a las instalaciones de Verenium (antes Celunol Corporation) en Jennings, Louisiana, las instalaciones de Abengoa en Salamanca, España, y China Resources Alcohol Corporation en Zhaodong. La planta de producción de CRAC utiliza rastrojo de maíz como materia prima. [33]

Fermentación microbiana Editar

Tradicionalmente, la levadura de panadería (Saccharomyces cerevisiae), se ha utilizado durante mucho tiempo en la industria cervecera para producir etanol a partir de hexosas (azúcares de seis carbonos). Debido a la naturaleza compleja de los carbohidratos presentes en la biomasa lignocelulósica, también está presente en el hidrolizado una cantidad significativa de xilosa y arabinosa (azúcares de cinco carbonos derivados de la porción de hemicelulosa de la lignocelulosa). Por ejemplo, en el hidrolizado de rastrojo de maíz, aproximadamente el 30% del total de azúcares fermentables es xilosa. Como resultado, la capacidad de los microorganismos fermentadores para utilizar toda la gama de azúcares disponibles del hidrolizado es vital para aumentar la competitividad económica del etanol celulósico y las proteínas potencialmente de base biológica. [ cita necesaria ]

En los últimos años, la ingeniería metabólica de los microorganismos utilizados en la producción de etanol combustible ha mostrado un progreso significativo. [34] Además Saccharomyces cerevisiae, microorganismos como Zymomonas mobilis y Escherichia coli se han dirigido a través de la ingeniería metabólica para la producción de etanol celulósico. Una atracción hacia el organismo de fermentación alternativo es su capacidad para fermentar cinco azúcares de carbono mejorando el rendimiento de la materia prima. Esta capacidad se encuentra a menudo en organismos basados ​​en bacterias [35]. [ cita necesaria ]

Recientemente, se han descrito levaduras manipuladas que fermentan eficientemente xilosa, [36] [37] y arabinosa, [38] e incluso ambas juntas. [39] Las células de levadura son especialmente atractivas para los procesos de etanol celulósico porque se han utilizado en biotecnología durante cientos de años, son tolerantes a concentraciones elevadas de etanol e inhibidores y pueden crecer a valores de pH bajos para reducir la contaminación bacteriana. [ cita necesaria ]

Hidrólisis y fermentación combinadas Editar

Se ha descubierto que algunas especies de bacterias pueden convertir directamente un sustrato de celulosa en etanol. Un ejemplo es Clostridium thermocellum, que utiliza un celulosoma complejo para descomponer la celulosa y sintetizar etanol. Sin embargo, C. thermocellum También produce otros productos durante el metabolismo de la celulosa, como acetato y lactato, además del etanol, lo que reduce la eficiencia del proceso. Algunos esfuerzos de investigación están dirigidos a optimizar la producción de etanol mediante la ingeniería genética de bacterias que se centran en la vía de producción de etanol. [40]

Proceso de gasificación (enfoque termoquímico) Editar

El proceso de gasificación no se basa en la descomposición química de la cadena de celulosa (celulólisis). En lugar de romper la celulosa en moléculas de azúcar, el carbono de la materia prima se convierte en gas de síntesis, utilizando lo que equivale a una combustión parcial. A continuación, el monóxido de carbono, el dióxido de carbono y el hidrógeno pueden introducirse en un tipo especial de fermentador. En lugar de la fermentación del azúcar con levadura, este proceso utiliza Clostridium ljungdahlii bacterias. [41] Este microorganismo ingiere monóxido de carbono, dióxido de carbono e hidrógeno y produce etanol y agua. Por tanto, el proceso se puede dividir en tres pasos:

    - Las moléculas complejas basadas en carbono se rompen para acceder al carbono como monóxido de carbono, dióxido de carbono e hidrógeno.
  1. Fermentación: convierta el monóxido de carbono, el dióxido de carbono y el hidrógeno en etanol utilizando el Clostridium ljungdahlii organismo
  2. Destilación: el etanol se separa del agua

Un estudio reciente ha encontrado otra Clostridium bacteria que parece ser dos veces más eficiente en la producción de etanol a partir de monóxido de carbono que la mencionada anteriormente. [42]

Alternativamente, el gas de síntesis de la gasificación se puede alimentar a un reactor catalítico donde se usa para producir etanol y otros alcoholes superiores a través de un proceso termoquímico. [43] Este proceso también puede generar otros tipos de combustibles líquidos, un concepto alternativo demostrado con éxito por la empresa con sede en Montreal Enerkem en sus instalaciones en Westbury, Quebec. [44]

Se realizan estudios intensivos para desarrollar métodos económicos para convertir tanto la celulosa como la hemicelulosa en etanol. La fermentación de glucosa, el principal producto del hidrolizado de celulosa, a etanol es una técnica ya establecida y eficiente. Sin embargo, la conversión de xilosa, el azúcar pentosa del hidrolizado de hemicelulosa, es un factor limitante, especialmente en presencia de glucosa. Además, no se puede ignorar ya que la hemicelulosa aumentará la eficiencia y la rentabilidad de la producción de etanol celulósico. [45]

Sakamoto (2012) et al. muestran el potencial de los microbios de ingeniería genética para expresar enzimas hemicelulasa. Los investigadores crearon una cepa recombinante de Saccharomyces cerevisiae que fue capaz de:

  1. hidrolizar la hemicelulasa mediante la codisposición de endoxilanasa en su superficie celular,
  2. asimilar la xilosa mediante la expresión de xilosa reductasa y xilitol deshidrogenasa.

La cepa pudo convertir el hidrolizado de paja de arroz en etanol, que contiene componentes hemicelulósicos. Además, fue capaz de producir 2,5 veces más etanol que la cepa de control, lo que demuestra el proceso altamente eficaz de ingeniería de la superficie celular para producir etanol. [45]

Ventajas generales del combustible de etanol Editar

El etanol se quema de manera más limpia y eficiente que la gasolina. [46] [47] Debido a que las plantas consumen dióxido de carbono a medida que crecen, el bioetanol tiene una huella de carbono en general más baja que los combustibles fósiles. [48] ​​Sustituir el petróleo por etanol también puede reducir la dependencia de un país de las importaciones de petróleo. [49]

Ventajas del etanol celulósico sobre el maíz o el etanol a base de azúcar Editar

Agencia de Protección Ambiental de los Estados Unidos
Borrador de resultados de reducción de emisiones de GEI del ciclo de vida
para diferentes enfoques de tipo de descuento y horizonte temporal [50]
(incluye efectos indirectos del cambio de uso de la tierra)
Vía de combustible 100 años +
2% de descuento
índice
30 años +
0% de descuento
índice
Etanol de maíz (molino seco de gas natural) (1) -16% +5%
Etanol de maíz (mejor caso NG DM) (2) -39% -18%
Etanol de maíz (molino seco de carbón) +13% +34%
Etanol de maíz (molino seco de biomasa) -39% -18%
Etanol de maíz (molino seco de biomasa con
calor y potencia combinados)
-47% -26%
Etanol de caña de azúcar brasileño -44% -26%
Etanol celulósico de pasto varilla -128% -124%
Etanol celulósico de rastrojo de maíz -115% -116%
Notas: (1) Las plantas de molino seco (DM) muelen todo el grano y generalmente producen
sólo un coproducto primario: granos de destilería con solubles (DGS).
(2) En el mejor de los casos, las plantas producen coproductos de granos de destilería húmedos.

La producción comercial de etanol celulósico, que a diferencia del maíz y la caña de azúcar no competiría con la producción de alimentos, sería muy atractiva ya que aliviaría la presión sobre estos cultivos alimentarios.

Aunque sus costos de procesamiento son más altos, el precio de la biomasa de celulosa es mucho más económico que el de los granos o frutas. Además, dado que la celulosa es el componente principal de las plantas, se puede cosechar toda la planta, en lugar de solo la fruta o las semillas. Esto da como resultado rendimientos mucho mejores, por ejemplo, el pasto varilla produce el doble de etanol por acre que el maíz. [51] Los materiales de biomasa para la producción de celulosa requieren menos insumos, como fertilizantes, herbicidas, y sus extensas raíces mejoran la calidad del suelo, reducen la erosión y aumentan la captura de nutrientes. [52] [53] La huella de carbono general y el potencial de calentamiento global del etanol celulósico son considerablemente más bajos (ver gráfico) [54] [55] [56] y la producción neta de energía es varias veces mayor que la del etanol a base de maíz.

La materia prima potencial también es abundante. Alrededor del 44% de los residuos domésticos generados en todo el mundo consisten en alimentos y verduras. [57] Un estimado de 323 millones de toneladas de materias primas que contienen celulosa que podrían usarse para crear etanol se desechan cada año solo en Estados Unidos. Esto incluye 36,8 millones de toneladas secas de residuos de madera urbana, 90,5 millones de toneladas secas de residuos de molinos primarios, 45 millones de toneladas secas de residuos forestales y 150,7 millones de toneladas secas de rastrojo de maíz y paja de trigo. [58] Además, incluso las tierras marginales para la agricultura se podrían plantar con cultivos productores de celulosa, como el pasto varilla, lo que resultaría en una producción suficiente para sustituir todas las importaciones actuales de petróleo en los Estados Unidos. [59]

El papel, el cartón y los embalajes representan alrededor del 17% de los residuos domésticos mundiales [57], aunque parte de ellos se reciclan. Como estos productos contienen celulosa, se pueden transformar en etanol celulósico, [58] lo que evitaría la producción de metano, un potente gas de efecto invernadero, durante la descomposición. [60]

Desventajas generales Editar

El principal inconveniente general del combustible de etanol es su menor economía de combustible en comparación con la gasolina. [49]

Desventajas del etanol celulósico sobre el maíz o el etanol a base de azúcar Editar

La principal desventaja del etanol celulósico es su alto costo y complejidad de producción, que ha sido el principal impedimento para su comercialización (ver más abajo). [61] [62]

Aunque el mercado mundial del bioetanol es considerable (alrededor de 110 mil millones de litros en 2019), la gran mayoría está hecha de maíz o caña de azúcar, no de celulosa. [63] En 2007, el costo de producción de etanol a partir de fuentes celulósicas se estimó en aprox. 2,65 dólares por galón (0,58 euros por litro), que es entre 2 y 3 veces más caro que el etanol elaborado a partir de maíz. [64] Sin embargo, el mercado del etanol celulósico sigue siendo relativamente pequeño y depende de las subvenciones gubernamentales. [62] El gobierno de EE. UU. Estableció originalmente objetivos de etanol celulósico que aumentaron gradualmente de mil millones de litros en 2011 a 60 mil millones de litros en 2022. [65] Sin embargo, estos objetivos anuales casi siempre se han renunciado después de que quedó claro que no había posibilidad de cumplir ellos. [61] La mayoría de las plantas para producir etanol celulósico fueron canceladas o abandonadas a principios de la década de 2010. [62] [66] Las plantas construidas o financiadas por DuPont, General Motors y BP, entre muchas otras, fueron cerradas o vendidas. [67] A partir de 2018, solo queda una planta importante en los EE. UU. [62]

Para que se cultive en una producción a gran escala, la biomasa de celulosa debe competir con los usos existentes de la tierra agrícola, principalmente para la producción de productos agrícolas. De los 2.260 millones de acres (9.1 millones de km 2) de tierras no sumergidas de los Estados Unidos, [68] el 33% son tierras forestales, el 26% pastizales y pastizales y el 20% tierras de cultivo. Un estudio realizado por los Departamentos de Energía y Agricultura de EE. UU. En 2005 sugirió que 1.300 millones de toneladas secas de biomasa están teóricamente disponibles para el uso de etanol mientras se mantiene un impacto aceptable en la silvicultura y la agricultura. [69]

Comparación con el etanol a base de maíz Editar

Actualmente, la celulosa es más difícil y más cara de procesar en etanol que el maíz o la caña de azúcar. El Departamento de Energía de EE. UU. Estimó en 2007 que cuesta alrededor de $ 2,20 por galón producir etanol celulósico, que es de 2 a 3 veces más que el etanol del maíz. Las enzimas que destruyen el tejido de la pared celular de las plantas cuestan USD 0,40 por galón de etanol en comparación con USD 0,03 para el maíz. [64] Sin embargo, la biomasa celulósica es más barata de producir que el maíz, porque requiere menos insumos, como energía, fertilizantes, herbicidas, y se acompaña de una menor erosión del suelo y una mejora de la fertilidad del suelo. Además, los sólidos no fermentables y sin convertir que quedan después de producir etanol se pueden quemar para proporcionar el combustible necesario para operar la planta de conversión y producir electricidad. La energía utilizada para operar plantas de etanol a base de maíz se deriva del carbón y el gas natural. El Instituto para la Autosuficiencia Local estima que el costo del etanol celulósico de la primera generación de plantas comerciales estará en el rango de $ 1.90– $ 2.25 por galón, excluidos los incentivos. Esto se compara con el costo actual de $ 1.20– $ 1.50 por galón de etanol de maíz y el precio minorista actual de más de $ 4.00 por galón de gasolina regular (que está subsidiada y gravada). [70]

Barrera del costo de las enzimas Editar

Las celulasas y hemicelulasas utilizadas en la producción de etanol celulósico son más caras en comparación con sus contrapartes de primera generación. Las enzimas necesarias para la producción de etanol en grano de maíz cuestan 2,64-5,28 dólares estadounidenses por metro cúbico de etanol producido. Se proyecta que las enzimas para la producción de etanol celulósico costarán 79,25 dólares estadounidenses, lo que significa que son entre 20 y 40 veces más caras. [71] Las diferencias de costes se atribuyen a la cantidad necesaria. La familia de enzimas celulasa tiene una magnitud de eficiencia de uno a dos órdenes menor. Por lo tanto, requiere de 40 a 100 veces más de la enzima para estar presente en su producción. Por cada tonelada de biomasa se necesitan entre 15 y 25 kilogramos de enzima. [72] Las estimaciones más recientes [73] son ​​más bajas, lo que sugiere 1 kg de enzima por tonelada seca de materia prima de biomasa. También hay costos de capital relativamente altos asociados con los largos tiempos de incubación del recipiente que realiza la hidrólisis enzimática. En total, las enzimas comprenden una parte significativa del 20 al 40% para la producción de etanol celulósico. Un artículo reciente [73] estima el rango entre el 13 y el 36% de los costos en efectivo, siendo un factor clave cómo se produce la enzima celulasa. Para la celulasa producida fuera del sitio, la producción de enzimas asciende al 36% del costo en efectivo. Para la enzima producida en el sitio en una planta separada, la fracción es del 29% para la producción de enzima integrada, la fracción es del 13%. Uno de los beneficios clave de la producción integrada es que la biomasa en lugar de la glucosa es el medio de crecimiento enzimático. La biomasa cuesta menos y convierte el etanol celulósico resultante en un biocombustible de segunda generación al 100%, es decir, no utiliza "alimentos como combustible". [ cita necesaria ]

En general, existen dos tipos de materias primas: Biomasa forestal (leñosa) y biomasa agrícola. En los EE. UU., Se pueden producir anualmente de forma sostenible alrededor de 1.400 millones de toneladas secas de biomasa. Aproximadamente 370 millones de toneladas o el 30% son biomasa forestal. [74] La biomasa forestal tiene mayor contenido de celulosa y lignina y menor contenido de hemicelulosa y cenizas que la biomasa agrícola. Debido a las dificultades y el bajo rendimiento de etanol en la fermentación del hidrolizado de pretratamiento, especialmente aquellos con azúcares de hemicelulosa de 5 carbonos muy altos como la xilosa, la biomasa forestal tiene ventajas significativas sobre la biomasa agrícola. La biomasa forestal también tiene una alta densidad, lo que reduce significativamente los costos de transporte. Se puede cosechar durante todo el año, lo que elimina el almacenamiento a largo plazo. El contenido de cenizas cercano a cero de la biomasa forestal reduce significativamente la carga muerta en el transporte y procesamiento. Para satisfacer las necesidades de biodiversidad, la biomasa forestal será una importante combinación de suministro de materia prima de biomasa en la futura economía de base biológica. Sin embargo, la biomasa forestal es mucho más recalcitrante que la biomasa agrícola. Recientemente, el Laboratorio de Productos Forestales del USDA junto con la Universidad de Wisconsin-Madison desarrollaron tecnologías eficientes [15] [75] que pueden superar la fuerte obstinación de la biomasa forestal (leñosa), incluidas las de las especies de madera blanda que tienen un bajo contenido de xilano. El cultivo intensivo de rotación corta o el cultivo de árboles pueden ofrecer una oportunidad casi ilimitada para la producción de biomasa forestal. [76]

Las astillas de madera de cortes y copas de árboles y el serrín de los aserraderos y la pulpa de papel de desecho son materias primas de biomasa forestal para la producción de etanol celulósico. [77]

Switchgrass (Panicum virgatum) es una hierba de pradera nativa de tallgrass. Conocida por su resistencia y rápido crecimiento, esta planta perenne crece durante los meses cálidos hasta alturas de 2 a 6 pies. Switchgrass se puede cultivar en la mayor parte de los Estados Unidos, incluidos los pantanos, llanuras, arroyos y a lo largo de las costas y amp carreteras interestatales. Está auto-siembra (sin tractor para sembrar, solo para segar), resistente a muchas enfermedades y plagas, y puede producir altos rendimientos con pocas aplicaciones de fertilizantes y otros productos químicos. También es tolerante a suelos pobres, inundaciones y sequías, mejora la calidad del suelo y previene la erosión debido a su tipo de sistema de raíces. [78]

Switchgrass es un cultivo de cobertura aprobado para tierras protegidas por el Programa de Reserva de Conservación (CRP) federal.CRP es un programa del gobierno que paga a los productores una tarifa por no cultivar cultivos en tierras en las que los cultivos crecieron recientemente. Este programa reduce la erosión del suelo, mejora la calidad del agua y aumenta el hábitat de la vida silvestre. La tierra de CRP sirve como hábitat para la caza de las tierras altas, como faisanes y patos, y varios insectos. Se ha considerado el uso de pasto varilla para la producción de biocombustibles en tierras del Programa de Reservas de Conservación (CRP), lo que podría aumentar la sostenibilidad ecológica y reducir el costo del programa CRP. Sin embargo, las reglas de CRP tendrían que ser modificadas para permitir este uso económico de la tierra de CRP. [78]

Miscanthus × giganteus es otra materia prima viable para la producción de etanol celulósico. Esta especie de hierba es originaria de Asia y es un híbrido estéril de Miscanthus sinensis y Miscanthus sacchariflorus. Tiene altos rendimientos de cultivos, es barato de cultivar y prospera en una variedad de climas. Sin embargo, debido a que es estéril, también requiere propagación vegetativa, lo que la encarece. [79]

Se ha sugerido que Kudzu puede convertirse en una valiosa fuente de biomasa. [80]

Impulsado por subsidios y subvenciones, a principios de la década de 2000 se produjo un auge en la investigación y las plantas piloto de etanol celulósico. Empresas como Iogen, POET y Abengoa construyeron refinerías que pueden procesar biomasa y convertirla en etanol, mientras que empresas como DuPont, Diversa, Novozymes y Dyadic invirtieron en investigación enzimática. Sin embargo, la mayoría de estas plantas se cancelaron o cerraron a principios de la década de 2010 debido a que los obstáculos técnicos resultaron demasiado difíciles de superar. A partir de 2018, solo una planta de etanol celulósico permaneció operativa. [62]

A finales de la década de 2010, varias empresas intentaron ocasionalmente esfuerzos a menor escala para comercializar etanol celulósico, aunque tales empresas generalmente permanecen a escalas experimentales y, a menudo, dependen de subsidios. Las empresas Granbio, Raízen y el Centro de Tecnologia Canavieira tienen cada una una instalación a escala piloto en Brasil, que en conjunto producen alrededor de 30 millones de litros en 2019. [81] Iogen, que comenzó como fabricante de enzimas en 1991 y se reorientó. para centrarse principalmente en el etanol celulósico en 2013, posee muchas patentes para la producción de etanol celulósico [82] y proporcionó la tecnología para la planta de Raízen. [83] Otras empresas que desarrollan tecnología de etanol celulósico a partir de 2021 son las empresas de Inbicon (Dinamarca) que operan o planifican plantas de producción piloto como New Energy Blue (EE.UU.), [84] Sekab (Suecia) [85] y Clariant (en Rumanía). [86] Abengoa, una empresa española con activos de etanol celulósico, se declaró insolvente en 2021. [87]

La Agencia Australiana de Energía Renovable, junto con los gobiernos estatales y locales, financió parcialmente una planta piloto en 2017 y 2020 en Nueva Gales del Sur como parte de los esfuerzos para diversificar la economía regional lejos de la minería del carbón. [88]

Apoyo del gobierno de EE. UU. Editar

A partir de 2006, el gobierno federal de los Estados Unidos comenzó a promover el desarrollo de etanol a partir de materias primas celulósicas. En mayo de 2008, el Congreso aprobó un nuevo proyecto de ley agrícola que contenía fondos para la comercialización de biocombustibles de segunda generación, incluido el etanol celulósico. los Ley de Alimentos, Conservación y Energía de 2008 proporcionó subvenciones que cubrían hasta el 30% del costo de desarrollo y construcción de biorrefinerías a escala de demostración para producir "biocombustibles avanzados", que efectivamente incluían todos los combustibles no producidos a partir de almidón de grano de maíz. También permitió garantías de préstamos de hasta $ 250 millones para la construcción de biorrefinerías a escala comercial. [89]

En enero de 2011, el USDA aprobó $ 405 millones en garantías de préstamos a través de la Ley Agrícola de 2008 para apoyar la comercialización de etanol celulósico en tres instalaciones propiedad de Coskata, Enerkem e INEOS New Planet BioEnergy. Los proyectos representan una capacidad de producción combinada de 73 millones de galones estadounidenses (280.000 m 3) por año y comenzarán a producir etanol celulósico en 2012. El USDA también publicó una lista de productores de biocombustibles avanzados que recibirán pagos para expandir la producción de biocombustibles avanzados. [90] En julio de 2011, el Departamento de Energía de EE. UU. Otorgó 105 millones de dólares en garantías de préstamos al POET para la construcción de una planta a escala comercial en Emmetsburg, Iowa. [91]


Las diferentes partes del tracto urinario y las más propensas a las infecciones

El sistema urinario está bien diseñado y, a menudo, puede mantener E. coli y otros tipos de invasores microscópicos a raya. Por ejemplo, orinar suele hacer un excelente trabajo para eliminar las bacterias persistentes de la uretra antes de que cause algún problema. (3) Pero cuando esta defensa falla, bacterias como E. coli ingresa al tracto urinario (que está formado por los riñones, los uréteres, la vejiga y la uretra), se multiplica y luego se puede desarrollar una infección del tracto urinario. (5)

Si bien cualquier parte del tracto urinario puede verse afectada, la mayoría E. coli-Las infecciones urinarias causadas ocurren en el tracto urinario inferior, que incluye la vejiga (donde se almacena la orina) y la uretra (el conducto a través del cual pasa la orina para salir del cuerpo). Una UTI que reside en la vejiga se llama cistitis y una que reside en la uretra se llama uretritis. (5)


ENFOQUES FOTOSINTÉTICOS PARA LA UTILIZACIÓN DE DIÓXIDO DE CARBONO

Enfoques basados ​​en algas

Si bien los procesos no fotosintéticos para la utilización de gases residuales de carbono pueden producir altos rendimientos de biomasa, estos sistemas adolecen de análisis de ciclo de vida deficientes en comparación con las metodologías fotosintéticas (Vieira et al., 2013). Entre los procesos fotosintéticos, la biomasa de algas proporciona altos rendimientos, con una mejora de más de 30 a 50 veces en el rendimiento de aceite en comparación con los cultivos agrícolas comunes (Singh y Gu, 2010). El término alga se refiere en términos generales a cualquier microorganismo procariótico fotosintético (cianobacterias) o microorganismo eucariótico (microalgas) que pueda cultivarse. El cultivo de algas se introdujo en la década de 1950 y se ha practicado tanto académica como comercialmente durante décadas (Fisher y Burlew, 1953 Golueke y Oswald, 1959). Las algas pueden verse como máquinas autorreplicantes que convierten la luz solar y el CO2 en productos de valor agregado. Los productos del cultivo de algas incluyen una amplia gama de biocombustibles, proteínas dietéticas y aditivos alimentarios, productos básicos y productos químicos especializados.

Los biocombustibles de algas se han considerado durante mucho tiempo como una estrategia potencialmente viable para abordar la disminución de las reservas de petróleo, y las inversiones en tecnologías de biocombustibles de algas han tendido a aumentar cuando suben los precios del petróleo crudo. Por ejemplo, la Oficina de

Fuels Development financió el Programa de especies acuáticas, centrado en la producción de biodiésel a partir de microalgas, de 1978 a 1996 (Sheehan et al., 1998), y en 2008 el DOE renovó su apoyo a la investigación de biocombustibles de algas después de que los precios del petróleo crudo superaran los 100 dólares el barril. Este aumento más reciente en la inversión en investigación coincidió con grandes inversiones en tecnologías de biocombustibles de algas por parte de nuevas empresas y empresas establecidas; sin embargo, una disminución posterior en los precios del petróleo crudo a menos de $ 30 / barril en 2016 creó un gran revés para los esfuerzos industriales. Existe una amplia gama de estimaciones del costo de producción de los biocombustibles de algas (NRC, 2012) y es difícil predecir cómo las políticas futuras y otros factores pueden influir en su competitividad con los recursos fósiles tradicionales; sin embargo, un desafío del cultivo de algas se deriva de la costo y desarrollo de infraestructura para el procesamiento físico, como deshidratación y extracción, que continúan planteando desafíos para la demanda de energía (Sander y Murthy, 2010). Un obstáculo para el crecimiento de estos métodos será la adopción de apoyo e infraestructura comúnmente disponibles para otras formas de agricultura nacional (Trentacoste et al., 2015). Múltiples informes describen el estado de los desafíos científicos y de investigación para los biocombustibles de algas (DOE BETO, 2016, 2017 DOE EERE, 2010, 2017 NRC, 2012 Sheehan et al., 1998).

El cultivo de algas ofrece importantes mejoras de productividad en comparación con la agricultura contemporánea. Múltiples estudios han demostrado mejoras de productividad de hasta 30 veces en la producción de aceite (Abishek et al., 2014 Wen y Johnson, 2009) y mejoras de 50 veces en la producción de proteínas a partir de algas en comparación con la soja, la canola o el maíz (Bleakley y Hayes , 2017) por acre de tierra. Aunque no se ha evaluado completamente, se ha propuesto la proteína derivada de la biomasa de algas para consumo tanto animal como humano, y algunas empresas, por ejemplo, Qualitas, 1 ya producen algas especializadas para enriquecer piensos animales. El panorama competitivo para el cultivo de algas cambiaría si estas aplicaciones comerciales resultaran competitivas con los productos agrícolas actuales como la soja o el maíz.

A pesar de estas ventajas, también existen desafíos importantes para el cultivo de algas. La fotosíntesis es inherentemente ineficiente, ya que solo se captura del 3 al 6 por ciento de la energía total de la radiación solar (Zelitch, 1975). Además, una limitación de las algas es la eficiencia de la conversión de dióxido de carbono que limita el flujo anual (Wilcox, 2012). Para compensar esta baja eficiencia, los estanques de cultivo o biorreactores a menudo se diseñan para maximizar la exposición a la luz a través de un gran volumen y área de superficie, como resultado, el cultivo de algas puede ser intensivo en tierra y agua. Teóricamente, para capturar todo el CO2 de una planta de energía de 10 kilotones / día requeriría de 25 a 37 acres de cultivo (Hazelbeck, D., comunicación personal, 2018). Además, el cultivo de biomasa presenta costos de capital y operaciones que no tienen paralelos cercanos en las industrias existentes a gran escala.

Por otro lado, un beneficio clave para los sistemas biológicos es su flexibilidad inherente en términos de materias primas y entornos. Hay oportunidades para utilizar tierras no cultivables y agua salina o aguas residuales para el cultivo de algas, minimizando así la competencia por los cultivos naturales.

recursos. Además, los sistemas biológicos pueden tolerar niveles bajos de CO2 concentraciones e impurezas en las fuentes de carbono comunes a la generación de energía industrial. Estas variables tienen un impacto considerable en los costos de capital y operaciones de las tecnologías de conversión biológica, y es importante tener en cuenta el uso de recursos y el impacto ambiental al comparar el cultivo de algas con la agricultura convencional u otras actividades.

Enfoques basados ​​en algas verdes

Las algas verdes, un término común para los organismos fotosintéticos unicelulares eucariotas que se derivan de varios phyla, son un grupo muy diverso de algas que representan muchos miles de especies identificadas. Se han validado múltiples cepas en aplicaciones de biomasa y su selección está determinada comúnmente por las condiciones de cultivo. Por ejemplo, las algas de ambientes fríos se han adaptado a estos ambientes mediante la modificación del metabolismo primario y la fisiología (Morgan-Kiss et al., 2006).

La mayoría de los esfuerzos de cultivo de biomasa que utilizan algas verdes se han centrado en la producción de biocombustibles. Además, se han identificado varios coproductos que pueden ayudar a que la producción de biocombustible sea más viable económicamente. Las siguientes secciones describen oportunidades para usar algas verdes para producir varios biocombustibles y coproductos, así como oportunidades y limitaciones involucradas en el avance de tales aplicaciones a través de la manipulación genética.

Producción de biodiesel

La producción de biodiésel, o éster metílico de ácidos grasos, a partir de grasas y aceites de origen vegetal y animal (incluidos los de algas verdes) se considera ahora parte de una industria madura. Si bien el biodiésel se puede utilizar como reemplazo directo del diésel en muchos motores diésel, su higroscopicidad, punto de enturbiamiento y propiedades de ensuciamiento tienen una adopción generalizada limitada. Una vez considerado un producto final de la producción de biomasa, el biodiésel ha quedado relegado más recientemente a los pequeños mercados de combustibles y como aditivo para el diésel de petróleo ultra bajo en azufre para proporcionar propiedades de lubricidad adicionales (Hazrat et al., 2015).

Después de la recolección de biomasa, los lípidos se extraen mediante uno de varios métodos para preparar lípidos neutros aislados, o triacilglicéridos (TAG), o lípidos totales que contienen lípidos tanto polares como neutros. El proceso tradicional para la producción de biodiésel a partir de grasas y aceites de origen vegetal y animal generalmente requiere una fuente de TAG de alta pureza; sin embargo, se han desarrollado métodos para producir biodiésel a partir de extractos de lípidos totales (Asikainen et al., 2015 Mubarak et al., 2015).

Producción renovable de diesel / gasolina

Los avances más ampliamente adoptables en la conversión de biomasa de algas en biocombustibles radica en la hidrogenación catalítica de extractos de lípidos, conocida como hidrotratamiento, para la producción de verdaderos componentes de diesel y gasolina. Aunque los métodos para estas transformaciones han sido

Conocida desde hace décadas, la infraestructura de capital necesaria para llevar a cabo el hidrotratamiento a escala comercial ha limitado su implementación a unas pocas empresas refinadoras, como Neste Oil y Chevron (Al-Sabawi y Chen, 2012 No, 2014).

Un beneficio particular del diesel y las gasolinas renovables es la flexibilidad con respecto a la fuente de materia prima. Actualmente, el procesamiento de hidrotratamiento industrial puede utilizar grasas y aceites de cualquier fuente de triacilglicéridos bioderivados, incluidos los aceites vegetales y las grasas animales. Sin embargo, aunque los lípidos de algas contienen triacilglicéridos, los extractos de muchas especies también contienen porciones significativas de lípidos polares y pigmentos hidrófobos. Es posible que se requiera nueva tecnología para la conversión de estas especies en combustibles renovables mediante instalaciones de hidrotratamiento (Davis et al., 2013). También debe tenerse en cuenta el requisito de gas hidrógeno para la hidrogenación catalítica de extractos lipídicos.

Además, la licuefacción, pirólisis y gasificación ofrecen rutas para producir una variedad de combustibles, incluidos metano, etanol y fuelóleos (Demirbas, 2010). Se ha propuesto que muchos de estos se encaminen a productos químicos más complejos mediante procesos de reforma (Bhujade et al., 2017).

Valorización de coproductos

Para competir con los combustibles fósiles, los biocombustibles deben ofrecer una economía atractiva. Esto se puede lograr aumentando el costo de los productos del petróleo mediante la fijación de precios del carbono no renovable (u otros mecanismos), o el valor del cultivo de algas puede incrementarse aún más mediante la producción de productos adicionales. La conversión de biomasa en biocombustibles crea inherentemente productos de desecho a partir de biomasa no utilizada, compuesta principalmente de proteínas y carbohidratos. Estos pueden consumirse mediante digestión anaeróbica para producir biogás, un producto final de bajo valor. O pueden convertirse en una variedad de productos más valiosos. Se pueden emplear enfoques combinados que utilizan métodos fotosintéticos, fermentativos y químicos para producir productos de alto valor. Por ejemplo, recientemente se demostró un método combinado de procesamiento de algas capaz de producir múltiples productos a partir de biomasa de algas (Miara et al., 2014). En tales sistemas, los carbohidratos de algas se pueden desviar a la producción fermentativa de etanol u otros productos químicos básicos, como el ácido succínico (Raab et al., 2010) de la levadura modificada metabólicamente, mientras que las proteínas se pueden aplicar a la fabricación de adhesivos (Roy et al. , 2014). Ejemplos de coproductos que se pueden valorizar para mejorar la economía de la producción de biocombustible a partir de algas incluyen proteínas dietéticas, ácidos grasos poliinsaturados y pigmentos.

Proteína dietética. Las algas han sido consideradas durante mucho tiempo como una fuente atractiva de proteínas dietéticas, tanto como alimento para animales como para el consumo humano (Becker, 2007). Las algas verdes contienen entre el 40 y el 70 por ciento de su peso seco en forma de proteína, y el perfil de aminoácidos de la mayoría de las algas se compara favorablemente con las proteínas alimentarias comunes. Se han realizado algunos estudios para determinar el índice de eficiencia de proteínas de algas y rsquos (PER), que refleja un aumento de peso de animales y rsquos por unidad

de proteína consumida un estudio encontró que las algas ofrecían hasta un 80 por ciento de PER en comparación con las proteínas de la leche (Becker, 2004), mientras que incurrían en una huella sustancialmente menor que la producción de leche en términos de recursos de agua dulce y tierra cultivable (Bleakley y Hayes, 2017). Se ha estimado que la productividad de las proteínas de las algas es hasta 50 veces mayor que la de la soja por acre de tierra. Esto sugiere que las algas verdes tienen el potencial de complementar o reemplazar cultivos para alimento animal con demandas muy reducidas de tierra cultivable, pero los estudios no han sido validados a escala.

Ácidos grasos poliinsaturados. Muchas algas verdes producen de forma natural ácidos grasos poliinsaturados (PUFA) que son valiosos para los seres humanos y los animales como aditivos alimentarios. Si bien normalmente se extraen del pescado, los PUFA de las algas representan un conjunto viable y más sostenible de moléculas objetivo (Adarme-Vega et al., 2012). En particular, las variedades omega-3 ácido eicosapentaenoico y ácido docosahexaenoico son valiosas para la suplementación de muchos animales de granja, en particular peces carnívoros como el salmón y el atún (Ahmed et al., 2012 Bimbo, 2007). También se han realizado estudios de alimentación con omega-3 en ganado y aves de corral (Nitsan et al., 1999 Ponnampalam et al., 2006). Además, los ácidos grasos omega-3 demuestran un mercado de consumo como productos neutracéuticos que actualmente está dominado por los aceites de pescado.

Pigmentos. Los colorantes se fabrican como aditivos para alimentos, bebidas, cosméticos y una serie de otros productos con el fin de aumentar el atractivo del producto para el consumidor. Algunos pigmentos se fabrican utilizando fuentes de combustibles fósiles como el carbón. Las algas son bien conocidas por su capacidad para producir una variedad de pigmentos y podrían proporcionar una alternativa más sostenible a la utilización de combustibles fósiles (Kaur et al., 2009). Un ejemplo bien conocido de la aplicación exitosa de algas para la producción comercial de pigmentos es la astaxantina (ver Cuadro 5-1). La fabricación de otros pigmentos con algas sigue siendo una oportunidad potencial para una mayor exploración.

Manipulación genética de algas verdes

Las herramientas para facilitar la manipulación genética de las algas verdes son mucho menos avanzadas que las herramientas para la manipulación genética de bacterias, levaduras y plantas vasculares. Los desafíos clave incluyen la inserción deficiente del genoma, el silenciamiento de genes y los sistemas de promotores no optimizados. No obstante, algunos grupos académicos e industriales han intentado la modificación genética de las algas verdes con el fin de mejorar la eficiencia fotosintética, disminuir el fotodaño del complejo de captación de luz y optimizar la eficiencia de la absorción e incorporación de carbono. También se han buscado varios productos de la expresión transgénica, incluidas proteínas terapéuticas de alto valor, biohidrógeno, lípidos y terpenoides (Gimpel, 2013).

Muchas especies de algas verdes son genéticamente tratables, pero Chlamydomonas reinhardtii se ha convertido en el sistema modelo principal, con la mayoría de herramientas y técnicas desarrolladas para esta especie (Rasala et al., 2013). Las algas verdes tienen tres genomas separados: nuclear,

Recuadro 5-1Astaxantina

La astaxantina es un pigmento carotenoide producido por una variedad de microalgas. Un tetraterpenoide poliinsaturado, la astaxantina presenta una coloración roja y es naturalmente responsable de la pigmentación rosada o roja en pescados, crustáceos y mariscos a través de su dieta. Como resultado, la astaxantina se ha convertido en un componente importante en los alimentos para la acuicultura para proporcionar pigmentación roja / rosada a una variedad de mariscos cultivados, particularmente camarones y salmón, con un valor de mercado cercano a los $ 250 millones en 2010 (Borowitzka, 2013).También se comercializa como nutracéutico y una variedad de suplementos vitamínicos contienen astaxantina por sus propiedades antioxidantes. Cyanotech (Kona, Hawaii) produce astaxantina a partir de Haematococcus pluvialis en 25 hectáreas de estanques abiertos, mientras que Algatechnologies Ltd. (Ketura, Israel) utiliza fotobiorreactores con el mismo organismo. BASF (Hutt Lagoon, Australia) produce el pigmento a partir de Dunaliella salina en 740 hectáreas de estanques abiertos (Maeda et al., 2018). Si bien las operaciones comerciales han mostrado rentabilidad utilizando CO al aire libre2 absorción, CO2 La fijación por estas cepas comerciales podría beneficiarse de un aumento de CO2 La concentración hasta un nivel del 5 por ciento puede proporcionar mejoras significativas en los niveles de biomasa y astaxantina (Chekanov et al., 2017).

cloroplasto y mitocondrial. En C. reinhardtii, se ha secuenciado cada uno de estos genomas y se han desarrollado herramientas y protocolos para la manipulación genética para cada uno. Por lo general, los genomas nucleares y de cloroplasto se han dirigido principalmente a la expresión transgénica, y cada ubicación implica herramientas, ventajas y desafíos especiales. La ingeniería del genoma nuclear para la producción de proteínas ofrece beneficios similares a otros sistemas de expresión eucariotas, incluida la expresión regulada, la maquinaria de plegamiento de proteínas citoplasmáticas, el acceso a la modificación postraduccional (como la glicosilación) y la secreción de proteínas. Además, como muchas algas verdes, C. reinhardtii es un organismo haploide. Como resultado, las modificaciones del genoma nuclear se pueden usar en combinación con la reproducción sexual para proporcionar un control genético adicional. Sin embargo, la transformación nuclear adolece actualmente de varios inconvenientes, incluida la inserción aleatoria de genes, la baja expresión de proteínas y el silenciamiento de genes (Cerutti et al., 1997 De Wilde et al., 2000 Wu-Scharf, 2000). Estas complicaciones se están investigando activamente y recientemente se han desarrollado algunas soluciones limitadas. Por ejemplo, el silenciamiento génico se ha abordado mediante el acoplamiento directo de la expresión transgénica con la expresión génica de resistencia a los antibióticos, lo que imparte un método de selección estricto para la retención génica (Rasala, 2012, 2013). Además, se están llevando a cabo experimentos que emplean nuevas tecnologías para la integración y eliminación de genes, incluidas las metodologías CRISPR (Ferenczi et al., 2017 Shin et al., 2016). Sin embargo, la expresión nuclear sigue siendo limitada en términos de tamaño, número y complejidad de los genes.

Las herramientas y metodologías para manipular la expresión génica en el cloroplasto han logrado avances significativos en los últimos años. A diferencia de la expresión nuclear, la expresión del cloroplasto permite la recombinación homóloga y se han desarrollado múltiples vectores, métodos de selección y transformación. El cloroplasto de algas verdes ofrece un entorno para la expresión de proteínas, incluidas las chaperonas y las enzimas de modificación postraduccional que pueden facilitar el plegamiento adecuado de la expresión y la proteína, y la expresión de proteínas heterólogas ha alcanzado niveles notables, a veces tan altos como el 10 por ciento de la proteína soluble total (Mayfield, 2007). . A pesar de estos beneficios, la expresión del cloroplasto sigue siendo limitada en términos de tamaño y número de genes, desafiando las necesidades de ingeniería de grandes operones y diseño de vías metabólicas.

En el esquema más amplio de herramientas de ingeniería genética, los organismos fotosintéticos históricamente han recibido un bajo nivel de apoyo a la investigación, y las algas representan un pequeño subconjunto de este grupo (Gao et al., 2012). Sin embargo, las herramientas desarrolladas en las últimas décadas subrayan el potencial de las algas verdes como organismo hospedador fotosintético ideal. Las herramientas genéticas nuevas y mejoradas para la manipulación genética de algas verdes siguen siendo una necesidad clave para el avance de las aplicaciones de biomasa de algas. Esto incluye el desarrollo de tecnologías de inserción genética (recombinación homóloga), la identificación de promotores robustos para la expresión génica, el desarrollo de operones sintéticos para la incorporación de múltiples genes, herramientas para la ingeniería de grandes genes y vías, y nuevos métodos de selección.

Enfoques basados ​​en cianobacterias

Las cianobacterias están siendo diseñadas para convertir directamente la energía solar, el dióxido de carbono y el agua en biocombustibles y otros productos. Los enfoques basados ​​en cianobacterias poseen ventajas sobre los sistemas tradicionales de producción biológica basados ​​en plantas, algas verdes u organismos heterótrofos. Por ejemplo, las cianobacterias son más susceptibles de manipulación genética que las algas y, por lo tanto, pueden adaptarse para la producción de una gama más amplia de productos (ver Figura 5-1). La eficiencia fotosintética de las cianobacterias es de dos a cuatro veces mayor que la de las plantas (Melis, 2009), y su cultivo no compite con los cultivos alimentarios por el uso de la tierra. Las cianobacterias tampoco tienen los requisitos de azúcar de los organismos heterótrofos como Escherichia coli y levadura, aunque tienen una tasa de crecimiento reducida y menos herramientas de biología sintética disponibles en comparación con estos huéspedes. Si bien los huéspedes heterótrofos pueden adaptarse para utilizar materias primas celulósicas, estas tecnologías aún no están bien desarrolladas y, como tal, la eficiencia puede ser baja. Las cianobacterias nos permiten omitir este paso de recolección de carbono y corregir el CO2.

Existe una plétora de especies de cianobacterias, pero solo unas pocas se han adaptado a la producción química. Las tres cepas predominantes utilizadas para la producción química son Synechococcus elongatus PCC 7942 (7942), Synechocystis sp. PCC 6803 (6803) y Synechococcus sp. PCC 7002 (7002). Todas estas cepas tienen genomas secuenciados, métodos de cultivo establecidos y herramientas básicas de ingeniería metabólica (Berla et al., 2013 Markley et al., 2015 Nozzi et al., 2017 Yu et al., 2015), sin embargo, cada cepa presenta su propia y única ventajas y desafíos.

FIGURA 5-1 Vías de ejemplo para productos de cianobacterias. En la figura 23BD = 2,3-butanodiol FPP = pirofosfato de farnesilo GPP = producción primaria bruta DMAPP = difosfato de dimetilalilo IPP = difosfato de isopentenilo 3HB CoA = 3-hidroxibutiril-CoA 4HB CoA = 4-hidroxibutiril-CoA FAEEs = 3HP ésteres etílicos de ácidos grasos = Ácido 3-hidroxipropiónico Poli 3HB = poli (3-hidroxibutirato) y Poli (3-HB-Co-4-HB) = poli (3-hidroxibutirato-co-4-hidroxibutirato). 1
__________________
1 Reimpreso de Carroll, Austin L., Anna E. Case, Angela Zhang y Shota Atsumi. 2018. & ldquoHerramientas de ingeniería metabólica en cianobacterias modelo. & Rdquo Ingeniería metabólica. doi: 10.1016 / j.ymben.2018.03.014 con permiso de Elsevier.

7942 es una cianobacteria unicelular de agua dulce y se ha estudiado para la fotosíntesis y la manipulación genética (Golden et al., 1987). 7002 es una especie marina capaz de crecer en una variedad de condiciones (sal, temperatura y luz) (Batterton y Van Baalen, 1971), lo que la hace más apta para utilizar los recursos naturales de agua salada. Sin embargo, la ingeniería metabólica no se ha estudiado tan bien en 7002 como en las especies de agua dulce y las capacidades de biología sintética para 7002 están por detrás de las de 7942 y 6803. 6803 tiene una buena selección de herramientas genéticas y puede crecer fotomixotróficamente.

Las cianobacterias se han diseñado para producir una amplia gama de combustibles, precursores de combustibles y productos químicos básicos. Sin embargo, las productividades y títulos (en su mayoría del orden de miligramos por litro) son generalmente demasiado bajos para hacer atractiva la comercialización de la tecnología, y estas tecnologías se han demostrado principalmente en pequeñas escalas de investigación académica. Para mover estas tecnologías hacia la comercialización, será fundamental reducir el costo de producción y seguir avanzando en las herramientas para la manipulación genética y la ingeniería metabólica de las cianobacterias.

Producción de combustible

Los combustibles y precursores de combustibles que se pueden producir con cianobacterias incluyen etanol, butanol, ácidos grasos, heptadecano, limoneno y bisaboleno.

Etanol. El etanol, un biocombustible candidato común, se ha producido en cianobacterias mediante la transferencia de dos genes de la vía del etanol de la levadura. Esta producción se ha mejorado para formar 5,5 g / L de etanol en Synechocystis sp. PCC 6803 (Dexter y Fu, 2009 Gao et al., 2012).

Butanol (n-butanol e isobutanol). El isobutanol tiene aplicaciones como biocombustible directo que podría integrarse en la infraestructura energética actual. La producción se puede lograr expresando 2-cetoisovalerato descarboxilasa heteróloga y aldehído reductasa que redirigen el flujo de carbono de la vía biosintética de L-valina a isobutanol, lo que da como resultado un título de 0,5 g / L en 7942 (Atsumi et al., 2009). El n-butanol, que también tiene usos como biocombustible directo y se utiliza actualmente en una variedad de productos de consumo, se puede producir en 7942 (Lan y Liao, 2011). La vía biosintética del n-butanol se construyó basándose en la vía biosintética natural del n-butanol que se encuentra en Clostridium acetobutylicum. El examen y la caracterización de las aldehído deshidrogenasas acilantes de coenzima A (CoA) que son tolerantes al oxígeno permitieron la producción de butiraldehído a partir de butiril-CoA. Se alcanzaron títulos finales de 404 mg / L con una productividad de 2 mg / L / h (Lan et al., 2013).

Ácidos grasos. Los ácidos grasos se pueden utilizar en la síntesis de biodiésel. Las cianobacterias producen de forma nativa ácidos grasos libres en cantidades mínimas. Esta producción se ha mejorado en 7942, 6803 y 7002. La sobreproducción de ácidos grasos libres conduce a una reducción de la aptitud celular. La producción de ácidos grasos libres en 7002 da como resultado una reducción de los impactos negativos en la célula, y la producción puede mejorarse aún más mediante la expresión no nativa de RuBisCO, lo que lleva a la producción de ácidos grasos libres & gt130 mg / L (Ruffing, 2014). Cuando se combina con la producción de ácidos grasos libres nativos, la expresión de una diacilglicerol aciltransferasa heteróloga junto con una vía de producción de etanol da como resultado una variedad de ésteres etílicos de ácidos grasos (FAEEs) en 7942. Esta plataforma conduce a la acumulación de hasta 7 mg / L de FAEE (Lee et al., 2017a).

Heptadecano. Los hidrocarburos de cadena larga como el heptadecano (ver Tabla 5-1) pueden usarse fácilmente en la producción de combustible para la síntesis de biodiesel. La producción de heptadecano se puede lograr capitalizando la producción de ácidos grasos naturales en la célula. Los títulos pueden mejorarse en cepas que producen alcanos de forma nativa al sobreexpresar una vía de acil-ACP reductasa / oxigenasa desformiladora de aldehído (AAR / ADO). La expresión de la vía AAR / ADO de 7942 en una cianobacteria marina da como resultado hasta 4,2 y microg / g de peso de células secas de heptadecano (Yoshino et al., 2015).

TABLA 5-1 Resumen de productos químicos y combustibles que se sintetizan actualmente a partir de CO2 de cianobacterias y su producción informada.

Compuesto Cepa Producción reportada
Etanol Synechocystis sp. PCC 6803 5,5 g / L
Isobutanol Synechococcus elongatus PCC 7942 0,5 g / L
n-butanol Clostridium acetobutylicum 2 mg / L / h
Ácidos grasos Synechococcus elongatus PCC 7942
Synechocystis sp. PCC 6803
Synechococcus sp. PCC 7002
& gt130 mg / L
Synechococcus elongatus PCC 7942 4.2 y microg / g de peso de celda seca
Synechococcus elongatus PCC 7942
Synechococcus sp. PCC 7002
Synechocystis sp. PCC 6803
1 mg / L / OD730/día
4 mg / L
7 mg / L
Synechococcus sp. PCC 7002 0,6 mg / L
Synechococcus elongatus PCC 7942 2,4 g / L (después de 21 días)
3 g / L (después de 10 días, condiciones fotomixotróficas)
12,6 g / L (iluminación continua con glucosa y CO2)
5,7 g / L (ciclo de luz de 23 horas)
Synechococcus elongatus PCC 7942 0,3 g / L

Compuesto Cepa Producción reportada
Etileno Synechocystis sp. PCC 6803 2,5 ml / h / OD730
Glucógeno Synechococcus sp. PCC 7002 3,5 g / L (después de 7 días)
Lactato Synechocystis sp. PCC 6803
Synechococcus elongatus PCC 7942
0,8 g / L (después de 2 semanas)
1,4 g / L (después de 10 días)
Synechococcus elongatus PCC 7942
Synechocystis sp. PCC 6803
0,8 g / L (después de 6 días)
Isopreno Synechococcus elongatus PCC 7942 1,3 g / L (después de 21 días)
Synechococcus elongatus PCC 7942 50 mg / L
Synechococcus elongatus PCC 7942 5 mg / L

Limoneno. El limoneno tiene aplicaciones como biocombustible y disolvente. El limoneno se puede producir con la expresión de un solo gen heterólogo para la limoneno sintasa (LS) seleccionado de la menta verde por su alta selectividad para la producción de limoneno. La expresión de LS capitaliza el flujo de carbono a través de la vía nativa del metil-D-eritritol 4-fosfato (MEP), que se encuentra comúnmente en las plantas, y el flujo en embudo hacia el limoneno (Wang et al., 2016a). El establecimiento de una alta expresión de LS es fundamental para mejorar los títulos. La producción de limoneno se ha establecido en 7942 y 7002 a 1 mg / L / OD730/ día (Wang et al., 2016a) y 4 mg / L (Davies et al., 2014), respectivamente. En 6803, el flujo de carbono a través de la vía de la pentosa fosfato oxidativa (OPP) se utiliza para impulsar la producción de limoneno. Sobreexpresión de dos enzimas nativas

(ribosa-5-fosfato isomerasa y ribulosa 5-fosfato 3-epimerasa) y la expresión de un gen heterólogo de geranil difosfato sintasa establece la producción de limoneno en 7 mg / L (Lin et al., 2017).

Bisabolene. El bisaboleno tiene aplicaciones como candidato a biodiesel y la producción se basa en el flujo de carbono a través de la vía MEP y la expresión de un solo gen heterólogo, (E) - y alfa-bisaboleno sintasa. La producción se estableció en 7002 dando como resultado 0.6 mg / L (Davies et al., 2014).

Producción de productos químicos básicos

Los productos químicos básicos que se pueden producir con cianobacterias incluyen 2,3-butanodiol, 1,3-propanodiol, etileno, glucógeno, lactato, ácido 3-hidroxipropanoico, ácido 3-hidroxibutanoico, ácido 4-hidroxibutanoico, isopreno y farneseno.

2,3-butanodiol. El 2,3-butanodiol es un producto químico básico que se utiliza para fabricar polímeros sintéticos (van Haveren et al., 2008) y se puede convertir fácilmente en metiletilcetona, un aditivo y disolvente de combustible (Tran y Chambers, 1987). El 2,3-butanodiol se basa en el carbono extraído del metabolismo central en forma de piruvato. La condensación de dos moléculas de piruvato, seguida de descarboxilación y reducción a través de genes expresados ​​heterólogamente, da como resultado 2,4 g / L de 2,3-butanodiol después de 21 días de producción (Oliver et al., 2013). El 2,3-butanodiol se produjo de manera similar en 6803 (Savakis et al., 2013) y 7002 (Nozzi et al., 2017). En 7942 la adición de glucosa y la expresión de galP, que codifica un simportador de hexosa, permite el crecimiento utilizando CO2 y glucosa (McEwen et al., 2013). Esta modificación permite la síntesis continua de 2,3-butanodiol tanto en condiciones de luz como de oscuridad, una estrategia potencialmente útil para la producción de metabolitos en 24 horas. En condiciones fotomixotróficas, se pueden producir 3 g / L de 2,3-butanodiol durante 10 días (McEwen et al., 2016). Recableado metabólico global de estas cepas para mejorar el CO2 La fijación aumenta los títulos de 2,3-butanodiol, la eficiencia de utilización de la glucosa y la fijación de carbono tanto en condiciones de luz como diurnas (Kanno et al., 2017). Bajo iluminación continua, 7942 recableado produce 12.6 g / L de 2,3-butanodiol (Kanno et al., 2017) cuando se alimenta con glucosa y CO2. Bajo un ciclo de luz natural de 24 horas (diurno) en la cepa recableada, se producen 5,7 g / L de 2,3-butanodiol.

1,3-propanodiol. El 1,3-propanodiol tiene una variedad de usos que incluyen polímeros, pinturas, solventes y anticongelantes. La producción de cianobacterias depende de la eliminación del carbono del ciclo de Calvin-Benson en forma de fosfato de dihidroxiacetona (DHAP). El DHAP se puede convertir en 1,3-propanodiol a través de una vía metabólica de cuatro pasos expresada heterólogamente. Después de la interrupción de los cuellos de botella de producción, se produjeron 0,3 g / L de 1,3-propanodiol en 7942 (Hirokawa et al., 2016).

Etileno. El etileno se puede utilizar para generar polietileno, un polímero ampliamente utilizado, y en su estado gaseoso se puede utilizar para acelerar la maduración de los productos. La producción se estableció en 6803 y se basa en la expresión de un único gen heterólogo, efe, que codifica la enzima formadora de etileno (Efe). Efe convierte el 2-oxoglutarato del ciclo del ácido tricarboxílico (TCA) en etileno. Eliminación parcial de ntcA, que codifica el factor de transcripción global conocido por regular el metabolismo del carbono (Mo et al., 2017), muestra un aumento del 23 por ciento en la producción de etileno y un aumento de 1,5 veces en la actividad de Efe en 6803 (Mo et al., 2017). La producción de etileno en esta cepa alcanzó 2,5 mL / h / OD730 (Mo et al., 2017).

Glucógeno. El glucógeno es una forma común de almacenamiento de energía y una fuente potencial de carbono para la producción química. También se puede convertir en etanol para su uso como biocombustible. 7002 acumula glucógeno de forma natural en condiciones de depleción de nitrógeno. La producción de glucógeno se puede mejorar modificando las condiciones de cultivo, incluida la intensidad de la luz, CO2 concentración y salinidad (Aikawa et al., 2014). Las condiciones de producción mejoradas dan como resultado 3,5 g / L de glucógeno después de 7 días (Aikawa et al., 2014).

Lactato. La síntesis biológica de ácido láctico para polímeros biodegradables se estableció en 6803. La producción de ácido láctico requiere la expresión heteróloga de una sola enzima, la lactato deshidrogenasa, que extrae el piruvato del metabolismo central para catalizar la conversión a ácido láctico en un título de 0,8 g / L después de 2 semanas de cultivo (Angermayr et al., 2014). Una mayor optimización de los requisitos de cofactor conduce a aproximadamente 1,4 g / L de lactato producido después de 10 días en 7942 (Li et al., 2015).

Ácido 3-hidroxipropiónico, 3-hidroxibuterato y 4-hidroxibuterato. El ácido 3-hidroxipropiónico (3-HP), 3-hidroxibuterato (3-HB) y 4-hidroxibuterato (4-HB) (Tabla 5-1) tienen aplicaciones para la síntesis de polímeros y plásticos utilizados en la vida diaria. El 3-HB se produjo en 6803 y 7942 mediante la expresión de una malonil-CoA reductasa no nativa, que convierte la malonil-CoA en 3-HP. Malonil-CoA se alimenta de forma nativa en la biosíntesis de ácidos grasos. Esta producción se puede ayudar optimizando el flujo de carbono a malonil-CoA, expresando malonil-CoA reductasa y optimizando los niveles de nicotinamida adenina dinucleótido fosfato (NADPH), lo que da como resultado 0,8 g / L después de 6 días (Wang et al., 2016b). Se ha demostrado que 7002 produce poli-3-hidroxibutirato y poli-3-hidroxibutirato-co-4-hidroxibutirato mediante la introducción de un grupo de genes de Chlorogloea fritschii PCC 9212 (Zhang et al., 2015). La producción de 3-HB se basa en la producción de acetil-CoA nativa, que se puede convertir en 3-HB en dos pasos consecutivos. Alternativamente, se puede producir 4-HB extrayendo carbono del ciclo del TCA en forma de semialdehído succínico. El 3-HB se puede producir solo o en combinación con 4-HB para crear un copolímero. La producción puede alcanzar 0.05 g / L de 3-HB o 4.5 por ciento del peso seco celular total del copolímero, y el 4-HB representa el 12 por ciento del copolímero (Zhang et al., 2015).

Isopreno. El isopreno se usa comúnmente para la producción de cauchos sintéticos. Sobreexpresión de la vía nativa de MEP y expresión del gen de la isopreno sintasa de la planta (ispS) en 7942 da como resultado la producción de isopreno. Con esta plataforma de producción se produjeron 1.3 g / L de isopreno después de 21 días (Gao et al., 2016).

Escualeno. El escualeno se usa ampliamente en las industrias alimentaria, de cuidado personal y médica, pero su producción comercial no es confiable ni ideal. La producción de escualeno se ha establecido previamente en huéspedes heterótrofos, como la levadura.De manera similar, el escualeno se produjo en 7942 por la sobreexpresión de la vía MEP nativa además de la expresión de una escualeno sintasa heteróloga de levadura (Choi et al., 2017). Tras la optimización del flujo de carbono, la expresión de esta vía da como resultado 50 mg / L de escualeno.

Farneseno. El farneseno se ha utilizado como precursor de polímeros de alto rendimiento y como candidato a combustible para aviones. La producción en 7942 se logró mediante la expresión heteróloga de un solo gen que codifica la farnesil sintasa, que canaliza el carbono fuera de la vía MEP en forma de farnesil difosfato. La cepa diseñada produjo 5 mg / L de & alfa-farneseno (Lee et al., 2017b).

Manipulación genética de cianobacterias

Si bien algunos combustibles y productos químicos objetivo se pueden producir mediante la explotación de rasgos de cianobacterias naturales, la manipulación de organismos y material genético rsquo puede permitir la producción de muchas otras moléculas objetivo. Comprensión de las áreas donde se puede insertar el material genético deseado sin interrumpir las funciones esenciales (integración de genes y plásmidos), formas de controlar la producción de la diana química deseada (promotores y riboswitches) y formas de decirle a la célula dónde empezar y dónde dejar de generar el La molécula diana (sitios de unión ribosómica) es necesaria para realizar manipulaciones genéticas. CRISPR es otra herramienta para la inserción confiable del material genético deseado en las células huésped.

Además de una capacidad mejorada para introducir y controlar nuevas vías en las cianobacterias, un conocimiento profundo del flujo de carbono a través del metabolismo celular y rsquos es clave para crear un sistema de producción de relevancia industrial. Las técnicas para mejorar el flujo de carbono han incluido el uso de sumideros de carbono, la interrupción de las vías laterales, la eliminación de inhibidores y la fusión de proteínas para mejorar la velocidad. Si bien estas técnicas han empujado a las cianobacterias hacia la relevancia industrial, todavía hay mucho que se desconoce y necesita más estudio.

Ingeniería metabólica de las cianobacterias

Uno de los principales desafíos de la producción química en las cianobacterias son los títulos bajos que resultan de la mayoría de las vías. La producción generalmente se limita al orden de miligramos por litro (mg / L). Se ha realizado un gran esfuerzo en la ingeniería de RuBisCO, el carbono primario

mecanismo de captura en cianobacterias. Si bien se han realizado algunas mejoras (Whitney et al., 2011), RuBisCO ha demostrado ser muy difícil de mejorar y las alteraciones aún permanecen por debajo del umbral requerido para la producción química a gran escala.

Una alternativa a la ingeniería RuBisCO es la suplementación de cianobacterias con fuentes de carbono alternativas que incluyen glucosa, glucógeno, acetato y xilosa. Si bien estas fuentes de carbono mejoran eficazmente los títulos, este carbono adicional no siempre se dirige a la producción química y, a menudo, se pierde como biomasa. Un recableado cuidadoso de la integración del carbono en el metabolismo puede ayudar a mejorar esta utilización del carbono y actuar como un sumidero de carbono para mejorar el CO2 fijación (Oliver y Atsumi, 2015 van der Woude et al., 2014). Sin embargo, este enfoque requiere una comprensión detallada del metabolismo del carbono en la célula y cómo se está incorporando una fuente de carbono alternativa. Además, estas fuentes de carbono alternativas pueden aumentar el riesgo de contaminación. Como organismo de crecimiento lento, las cianobacterias en cultivo pueden ser superadas rápidamente por organismos competidores que pueden utilizar fuentes como la glucosa. La necesidad de usar técnicas más estrictas para prevenir la contaminación, combinada con el costo adicional de la fuente de carbono alternativa, puede aumentar significativamente los costos de producción y eliminar algunas de las ventajas de usar cianobacterias como cepa huésped.

Para optimizar el flujo de carbono, los investigadores deben comprenderlo completamente. Los modelos a escala del genoma (GSM) son herramientas importantes para evaluar y diseñar sistemas metabólicos. Los modelos pueden usarse para describir el metabolismo completo de un organismo utilizando información genómica (Broddrick et al., 2016 Kim et al., 2017 Shirai et al., 2016 Triana et al., 2014). Sería un desafío optimizar la producción de una sustancia química objetivo, identificar cuellos de botella y apuntar al mejor sistema de producción para el host sin GSM. La ingeniería dirigida por GSM se ha utilizado con éxito para mejorar una variedad de plataformas de producción en E. coli, incluyendo 1,4-butanodiol (Yim et al., 2011), licopeno (Alper et al., 2005), ácido láctico (Fong et al., 2005) y succinato (Lee et al., 2005).

La transferencia de GSM de heterótrofos a fotoautótrofos es un proceso difícil, una de las razones es que el crecimiento fotosintético complica factores simples, como la entrada de energía, haciéndolos complejos y difíciles de medir. El reciente desarrollo de dos GSM (Broddrick et al., 2016 Triana et al., 2014) para 7942 permite un mayor poder predictivo al realizar modificaciones en el metabolismo. Se han obtenido nuevos conocimientos utilizando un GSM desarrollado para 7002 (Vu et al., 2013), que podría ayudar a diseñar la cepa (Hendry et al., 2016). Con base en este modelo, se ha pronosticado que hasta el 10 por ciento del carbono fijo podría redirigirse a la producción (Vu et al., 2013). Estas predicciones no se han confirmado experimentalmente.

La construcción de un GSM integral para 6803 ha intentado resolver muchos de los problemas que se ven en 7942 y 7002 con el desarrollo de GSM en cianobacterias (Hucka et al., 2003 Knoop et al., 2010 Stanford et al., 2015). Sin embargo, las anotaciones de genes y la nomenclatura de la base de datos incongruentes evitan el ensamblaje automatizado de los componentes clave de GSM. El análisis GSM utiliza 3167 genes para estudiar la función de los genes, el metabolismo del carbono, la fotosíntesis y la producción química (Shirai et al., 2016 Yoshikawa et al., 2017). Estos modelos pueden identificar

tificar las deleciones de reacciones metabólicas nativas que compiten por el poder reductor requerido en la producción química dirigida con éxito (Yoshikawa et al., 2017). Si bien los GSM tradicionales se limitan a los genes nativos encontrados en 6803, las iteraciones recientes incorporan reacciones metabólicas no nativas para construir modelos híbridos de cianobacterias fototróficas y heterotróficas (Saha et al., 2016 Shirai et al., 2016). Estos modelos expandidos pueden predecir nuevas estrategias para la construcción de vías metabólicas y aumentar los rendimientos en la producción química específica.

Las herramientas de biología sintética son esenciales para utilizar una cepa como hospedante de producción. Estas herramientas pueden variar desde sitios para la expresión de genes no nativos hasta sistemas para controlar la expresión génica o herramientas para la manipulación genética (Albers et al., 2015 Immethun et al., 2017 Ueno et al., 2017). Huéspedes heterótrofos como levaduras y E. coli tienen cajas de herramientas de biología sintética bien desarrolladas, sin embargo, estas herramientas a menudo son incompatibles con huéspedes fotoautótrofos como las cianobacterias. De hecho, las herramientas desarrolladas para las cianobacterias a menudo son difíciles de transferir entre cepas, lo que requiere el desarrollo de un conjunto único de herramientas para la integración de genes y el control de la expresión de genes a nivel transcripcional y de traducción para cada cepa. Muchas de estas herramientas se han desarrollado para cianobacterias (Berla et al., 2013 Golden et al., 1987 Markley et al., 2015). Además de la dificultad de transferir herramientas entre hospedadores, también puede resultar difícil transferir vías entre organismos hospedadores. La expresión génica, los productos intermedios y finales tienen una toxicidad variable entre las cepas. Cada cepa puede tener una preferencia de codón única, actividades enzimáticas alteradas y promotores constitutivos. Uno de los mayores desafíos para los esfuerzos de ingeniería metabólica para las cianobacterias es la cuidadosa adaptación de las herramientas a cada cepa.

Consideraciones clave para enfoques fotosintéticos

Ya sea que involucren el cultivo de algas verdes o cianobacterias, los enfoques fotosintéticos para la utilización del dióxido de carbono plantean un conjunto único de consideraciones relevantes a sus costos, beneficios, impactos ambientales y aceptabilidad social. Las consideraciones clave incluyen el impacto del método de cultivo utilizado, las restricciones en el uso de organismos genéticamente modificados, el grado de CO2 solvatación, necesidades de nutrientes y cargas aguas abajo, impactos en el uso del agua y de la tierra, y disponibilidad e idoneidad de CO2 corrientes de desechos.

Impacto del método de cultivo

Una consideración clave para la producción de biomasa de algas es la selección del método de cultivo. Se han implementado diseños de estanques abiertos y fotobiorreactores cerrados (PBR) a escalas académicas e industriales (Figura 5-2). Los diseños de estanques abiertos comúnmente emplean diseños oblongos, y de forma circular (Benemann et al., 1978) en los que se puede lograr una alta velocidad de movimiento del agua con ruedas de paletas o bombas de aire. Los estanques de canalización han demostrado ser el diseño dominante, y su diseño ha cambiado poco en tres décadas, ya que se cree que su construcción

FIGURA 5-2 Ejemplos de tecnologías de cultivo de algas: (a) 1 y (b) 2 son diferentes tipos de fotobiorreactores cerrados y (c) 3 es un ejemplo de estanque de canalización abierta.
__________________
1 Foto de IGV Biotech.
2 Huang et al., 2017.
3 Ver https://www.energy.gov/eere/bioenergy/production (consultado el 10 de octubre de 2018).

estar entre los diseños de reactores menos costosos. Los estanques de canalización pueden variar en tamaño desde varios pies cuadrados hasta una hectárea o más, y por lo general emplean revestimientos de lecho de polímero e impulsores tipo rueda de paletas. Los revestimientos de cama son un requisito en algunas jurisdicciones para cumplir con los códigos de tratamiento de agua, y el uso de cualquier especie genéticamente modificada también puede imponer tales barreras. El costo de los revestimientos de cama comúnmente domina los costos de capital de un estanque de canalización, particularmente con el aumento de tamaño (Rogers et al., 2014).

Los PBR cerrados pueden involucrar una variedad de escalas, materiales y diseños (Gupta et al., 2015), muchos de los cuales sirven para optimizar la radiación solar sobre el cultivo de biomasa. El PBR más simple y común implementa un enfoque de & ldquohanging bag & rdquo, donde los tubos de polietileno se suspenden verticalmente con aire y CO2 difusores para proporcionar agitación y adición de carbono (Mart & iacutenez-Jer & oacutenimo y Espinosa-Ch & aacutevez, 1994). En los últimos años se han introducido varios diseños de sistemas más grandes utilizando una variedad de materiales. Inherente a la viabilidad de cualquier sistema PBR es el control de temperatura, un desafío común de los sistemas cerrados, y la capacidad de agitar el cultivo, típicamente con líquidos bombeados.

Los costos de capital y operativos de los PBR son considerablemente más altos que los de los estanques abiertos, y la adopción de cada tecnología depende de múltiples factores (Richardson et al., 2012). Los PBR cerrados tienen la ventaja de un control estricto sobre las condiciones de cultivo, incluida la temperatura, el CO2 y O2 niveles, exposición al sol, contaminantes y evaporación. Como resultado, la densidad de cultivo puede alcanzar niveles que no se pueden obtener en estanques abiertos (Schoepp et al., 2014). La capacidad de excluir contaminantes y especies exógenas, incluidos los depredadores, ofrece beneficios adicionales. Como resultado, los PBR cerrados se han favorecido para la producción de productos de alto valor, donde se favorece la pureza del producto sobre el cultivo de bajo costo. Asimismo, se han favorecido los estanques abiertos para la producción de biocombustibles dada la necesidad de minimizar los costos de producción.

Uso de organismos genéticamente modificados

Las leyes y regulaciones actuales de los EE. UU. Restringen estrictamente el uso de algas genéticamente modificadas en estanques abiertos al aire libre debido a preocupaciones sobre la contención y propagación de organismos genéticamente modificados (OGM). Recientemente se realizó un estudio limitado para evaluar la dispersión, colonización e impacto de las algas transgénicas en cuerpos de agua nativos (Szyjka et al., 2017). El estudio particular encontró que, si bien se produce una amplia dispersión, el impacto sobre las especies autóctonas se considera insignificante. Se necesita trabajo adicional en esta área.

Grado de CO2 Solvacion

Un gran desafío para el desperdicio de CO2 la utilización en todos los sistemas acuáticos es CO2 solvatación. El simple burbujeo de gases en soluciones acuosas da como resultado una solubilización costosa e ineficaz. Se han desarrollado dos métodos: uno utiliza un CO a base de amina2 concentrador, seguido de separación térmica, y el segundo usa sales de carbonato para desprotonar el CO solvatado2 en bicarbonato soluble. También se ha demostrado que este último método mejora con el uso de exógenos

anhidrasa carbónica, una enzima que cataliza el CO2 solvatación (Hernandez-Mireles et al., 2014). Cada uno de estos métodos presenta inconvenientes, como aportes térmicos o valores elevados de pH. Si bien algunas cepas de algas pueden adaptarse a estas condiciones, se requiere más investigación para mejorar su integración en el cultivo de biomasa a gran escala (K & oumlnst et al., 2017). Algunas cepas de algas producen anhidrasa carbónica extracelular para facilitar el CO2 solvatación (Huertas et al., 2000).

Requerimientos de nutrientes y cargas aguas abajo

Como ocurre con todos los cultivos fotosintéticos, el cultivo de algas requiere la aplicación de fertilizantes como fósforo y nitrógeno. Esto ha generado preocupaciones de que el cultivo de algas podría contribuir a la eutrofización (crecimiento excesivo de algas debido a la entrada de nutrientes) en las zonas costeras y de agua dulce. La eutrofización ya es una preocupación ambiental grave en muchas áreas debido a la escorrentía agrícola y las aguas residuales municipales. Para evitar que el cultivo de algas agrave aún más este problema e incluso abordar parcialmente la eutrofización, algunos han abogado por el uso de aguas residuales municipales y agrícolas como fuentes de nutrientes para el cultivo de algas (Woertz et al., 2009), capturando así estos nutrientes con el cultivo de biomasa antes de que se produzcan. alcanzar cuerpos de agua río abajo (Abdel-Raouf et al., 2012 Benemann et al., 2003 Brune et al., 2003). Estos escenarios requerirían la coubicación del cultivo de algas y el tratamiento de aguas residuales, y los estudios piloto modelo muestran una promesa significativa (Bohutskyi et al., 2016 Chekroun et al., 2014). El reciclaje de nutrientes también es un área importante de investigación para el cultivo de algas como medio para minimizar los desechos y como parte de los esfuerzos para conservar el uso del agua (R & oumlsch et al., 2012).

Impactos en el uso del agua y la tierra

El cultivo de biomasa de algas depende de abundantes fuentes de agua. Esto plantea preocupaciones relacionadas con la competencia por los escasos recursos de agua dulce. Sin embargo, las algas son abundantes de forma natural en una variedad de condiciones ambientales, que incluyen agua dulce, agua salada, agua salobre y varios ambientes extremos. Se han utilizado cepas de algas tanto de agua dulce como de agua salada para programas de demostración y a escala piloto. El agua subterránea salina puede obtenerse en todo Estados Unidos. Otras fuentes viables son el agua del océano y las aguas residuales municipales (Farooq et al., 2015). Como resultado, los recursos de agua dulce no necesitan verse amenazados por el cultivo de algas. El reciclaje, tratamiento y eliminación del agua utilizada para la biomasa de algas también ha sido un tema de interés de investigación porque las implicaciones del ciclo de vida del tipo de agua utilizada y si se recicla son significativas (Guieysse et al., 2013 Yang et al. ., 2011).

El uso de la tierra también es una consideración importante, dado que la conversión de CO2 los residuos de una sola planta de energía requerirían decenas de hectáreas de cultivo de biomasa. Dado que el cultivo de algas no requiere tierras arables, no competirá con la agricultura y puede valorizar regiones con suelos marginales o salinos. Al igual que la agricultura tradicional, la selección de especies dependerá del clima local. Se han estudiado especies de algas endémicas para una variedad de climas y condiciones ambientales.

Disponibilidad e idoneidad del CO2 Corrientes de desechos

Para lograr la máxima producción de biomasa, CO2 debe suministrarse al cultivo de algas. Para muchas instalaciones a escala piloto, el abastecimiento de CO2 ha presentado un desafío que se ha superado mediante el CO comprimido in situ2 almacenaje y entrega. Los estudios económicos han indicado que la coubicación de la generación de energía con la producción de biomasa puede proporcionar ventajas significativas (Kadam, 1997 Zeiler et al., 1995). CO común2 las concentraciones de los gases de combustión de la generación de energía oscilan entre el 12 y el 15% en moles, y estas concentraciones pueden ser asimiladas de manera eficiente por la biomasa de algas. Varias instalaciones a escala piloto han implementado esta estrategia, mediante la cual el gas de combustión se utiliza en el sitio para proporcionar CO2 a cultivos de algas (Chen et al., 2012 de Morais y Costa, 2007 Wang et al., 2008). Tales estrategias de co-localización dominan los análisis tecnoeconómicos, ya que el transporte de CO2 a través de tuberías o vehículos requeriría purificación y concentración de CO2 de la fuente y no aprovechan la flexibilidad inherente de los microorganismos fotosintéticos para utilizar una variedad de CO2 concentraciones.

Utilización de biomasa de CO2 de las plantas de energía industrial brinda la oportunidad potencial para la captura de carbono a gran escala. Las centrales eléctricas de gas natural y ndash ofrecen un flujo de residuos con bajo contenido de azufre y nitrógeno. Los bajos niveles de NOX y entoncesX presentes en la corriente de desechos, en última instancia, pueden ser metabolizados por la mayoría de las cepas de algas y, como tales, requieren consideraciones principalmente para el transporte, el intercambio de calor y el tiempo de uso (Radmann et al., 2011). Las centrales eléctricas de carbón, por otro lado, presentan el desafío de contaminantes adicionales. Si no se purifican adecuadamente, estas corrientes de desechos pueden incluir contaminantes que se sabe que son algecédicos, como arsénico, cadmio, mercurio y selenio (Vocke et al., 1980). Además de plantear desafíos para el cultivo de biomasa, los metales traza y otros contaminantes que se derivan de los gases de combustión pueden limitar las aplicaciones potenciales de los productos de biomasa. Por ejemplo, es probable que los productos derivados de los gases de combustión de carbón contengan más contaminantes, lo que hace que estas fuentes sean más adecuadas para aplicaciones de biocombustibles que para la producción de proteínas para la alimentación animal.


Ejemplos de anaerobio facultativo

Levadura

Un anaerobio facultativo común es levadura, utilizado en diversas aplicaciones de cocina, como hacer pan o cerveza. En cualquier caso, este anaerobio facultativo debe funcionar sin oxígeno. Sin embargo, la levadura aún puede sobrevivir y debe hacerlo para que estos productos salgan bien.

En el pan, la levadura es la encargada de hacer burbujas en la masa. Estas bolsas de aire hacen que el pan sea ligero y esponjoso. De lo contrario, el pan se hornearía en una masa sólida más parecida a un pastel o brownie. La levadura crea estas bolsas de aire mediante la liberación de dióxido de carbono, un subproducto de la conversión de la glucosa de la masa en energía. Para obtener una masa más ligera y aireada, los chefs a menudo dejan que la masa “suba”. Este término simplemente significa colocar la masa cargada de levadura en un lugar cálido y permitir que el anaerobio facultativo haga su trabajo. En el transcurso de una hora aproximadamente, la levadura creará grandes cantidades de dióxido de carbono dentro de la masa, expandiéndola y haciéndola más liviana.

En la cerveza, el vino y otras bebidas alcohólicas, la levadura es el ingrediente clave. El proceso de fermentación, o la creación de alcohol, ocurre en las levaduras cuando tienen mucha azúcar pero poco oxígeno. Los cerveceros y enólogos utilizan este aspecto del anaerobio facultativo para generar el alcohol dentro de sus productos. La respiración aeróbica reduce completamente la glucosa a unas pocas moléculas reciclables y dióxido de carbono. La fermentación, en cambio, deja un producto final: etanol. Los fabricantes de cerveza y vino crean el etanol (un alcohol) en sus productos controlando estrictamente la cantidad de azúcar y oxígeno en sus tanques de fermentación.En estas condiciones, cualquier anaerobio facultativo recurrirá a la fermentación y descartará el etanol como subproducto. Cuando el alcohol alcanza el nivel adecuado en la mezcla, la levadura se filtra y la bebida se embotella.

Moluscos

Para resolver su enigma, los mejillones como los de la imagen de arriba han desarrollado las habilidades de un anaerobio facultativo. En lugar de depender de su respiración aeróbica normal cuando baja la marea, los mejillones cambian a una forma de energía que descompone los aminoácidos. Esto permite que el mejillón sobreviva horas, o incluso días, sin obtener una nueva fuente de oxígeno.

1. Los músculos de los seres humanos dependen de la respiración aeróbica para producir el ATP necesario para trabajarlos. Sin embargo, en momentos de estrés y ejercicio intenso, estos músculos a menudo se quedan sin oxígeno. En este caso, los músculos deben recurrir a una forma de fermentación que produzca ácido láctico. El ácido láctico puede dañar las células cuando se acumula, por lo que las células deben volver rápidamente a la respiración aeróbica si quieren sobrevivir. ¿Son los humanos anaerobios facultativos?
UNA. No
B.
C. Quizás

2. ¿Cuál es la diferencia entre un anaerobio facultativo y un anaerobio obligado?
UNA. Un anaerobio facultativo solo tiene vías anaeróbicas.
B. Un anaerobio obligado puede sobrevivir a la presencia de oxígeno.
C. Un anaerobio facultativo puede sobrevivir y utilizar oxígeno.

3. Mientras que los científicos solían creer que los organismos anaerobios facultativos eran típicamente remanentes unicelulares de una época anterior, la evidencia ha demostrado que muchos parásitos intestinales son a menudo anaerobios facultativos. ¿Cuál de las siguientes proporciona una explicación de este hecho?
UNA. Estos organismos tienen un acceso constante al oxígeno.
B. A menudo, las áreas del intestino son anaeróbicas, lo que obliga a estos organismos a utilizar una vía anaeróbica.
C. Estos organismos no representan un anaerobio facultativo.


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Algunos procariotas y eucariotas utilizan la respiración anaeróbica en la que pueden crear energía para su uso en ausencia de oxígeno.

Objetivos de aprendizaje

Describe el proceso de respiración celular anaeróbica.

Conclusiones clave

Puntos clave

  • La respiración anaeróbica es un tipo de respiración donde no se usa oxígeno en su lugar, se usan moléculas orgánicas o inorgánicas como aceptores finales de electrones.
  • La fermentación incluye procesos que utilizan una molécula orgánica para regenerar NAD + a partir de NADH.
  • Los tipos de fermentación incluyen la fermentación del ácido láctico y la fermentación del alcohol, en la que se produce el etanol.
  • Todas las formas de fermentación, excepto la fermentación del ácido láctico, producen gas, que desempeña un papel en la identificación de bacterias en el laboratorio.
  • Algunos tipos de procariotas son facultativamente anaeróbicos, lo que significa que pueden alternar entre la respiración aeróbica y la fermentación, según la disponibilidad de oxígeno.

Términos clave

  • arqueas: Grupo de microorganismos unicelulares. No tienen núcleo celular ni ningún otro orgánulo unido a la membrana dentro de sus células.
  • Respiración anaerobica: Una forma de respiración que utiliza aceptores de electrones distintos del oxígeno.
  • fermentación: Una reacción bioquímica anaeróbica. Cuando esta reacción ocurre en la levadura, las enzimas catalizan la conversión de azúcares en alcohol o ácido acético con el desprendimiento de dióxido de carbono.

Respiración celular anaeróbica

La producción de energía requiere oxígeno. La cadena de transporte de electrones, donde se forma la mayor parte del ATP, requiere una gran cantidad de oxígeno. Sin embargo, muchos organismos han desarrollado estrategias para llevar a cabo el metabolismo sin oxígeno, o pueden cambiar de respiración celular aeróbica a anaeróbica cuando el oxígeno es escaso.

Durante la respiración celular, algunos sistemas vivos utilizan una molécula orgánica como aceptor final de electrones. Los procesos que utilizan una molécula orgánica para regenerar NAD + a partir de NADH se denominan colectivamente fermentación. Por el contrario, algunos sistemas vivos utilizan una molécula inorgánica como aceptor final de electrones. Ambos métodos se denominan respiración celular anaeróbica, donde los organismos convierten la energía para su uso en ausencia de oxígeno.

Ciertos procariotas, incluidas algunas especies de bacterias y arqueas, utilizan la respiración anaeróbica. Por ejemplo, el grupo de arqueas llamado metanógenos reduce el dióxido de carbono a metano para oxidar el NADH. Estos microorganismos se encuentran en el suelo y en el tracto digestivo de rumiantes, como vacas y ovejas. De manera similar, las bacterias y arqueas reductoras de sulfato, la mayoría de las cuales son anaeróbicas, reducen el sulfato a sulfuro de hidrógeno para regenerar NAD + a partir de NADH.

Bacteria anaerobica: El color verde que se ve en estas aguas costeras proviene de una erupción de bacterias productoras de sulfuro de hidrógeno. Estas bacterias anaeróbicas reductoras de sulfato liberan gas sulfuro de hidrógeno a medida que descomponen las algas en el agua.

Los eucariotas también pueden experimentar respiración anaeróbica. Algunos ejemplos incluyen la fermentación del alcohol en la levadura y la fermentación del ácido láctico en los mamíferos.

Fermentación de ácido láctico

El método de fermentación utilizado por los animales y ciertas bacterias (como las del yogur) se llama fermentación del ácido láctico. Este tipo de fermentación se usa de forma rutinaria en los glóbulos rojos de los mamíferos y en el músculo esquelético que tiene un suministro de oxígeno insuficiente para permitir que continúe la respiración aeróbica (es decir, en los músculos usados ​​hasta el punto de la fatiga). La cantidad excesiva de lactato en esos músculos es lo que causa la sensación de ardor en las piernas al correr. Este dolor es una señal para descansar los músculos con exceso de trabajo para que puedan recuperarse. En estos músculos, la circulación sanguínea debe eliminar la acumulación de ácido láctico y llevar el lactato al hígado para un mayor metabolismo. Las reacciones químicas de la fermentación del ácido láctico son las siguientes:

Ácido pirúvico + NADH ↔ ácido láctico + NAD +

Fermentación de ácido láctico: La fermentación del ácido láctico es común en las células musculares que se han quedado sin oxígeno.

La enzima utilizada en esta reacción es la lactato deshidrogenasa (LDH). La reacción puede proceder en cualquier dirección, pero la reacción de izquierda a derecha es inhibida por condiciones ácidas. Alguna vez se creyó que tal acumulación de ácido láctico causaba rigidez muscular, fatiga y dolor, aunque investigaciones más recientes cuestionan esta hipótesis. Una vez que el ácido láctico se ha eliminado del músculo y circulado al hígado, se puede reconvertir en ácido pirúvico y catabolizarlo para obtener energía.

Fermentación de alcohol

Otro proceso de fermentación familiar es la fermentación alcohólica, que produce etanol, un alcohol. El uso de la fermentación alcohólica se remonta a la historia desde hace miles de años. Las reacciones químicas de la fermentación alcohólica son las siguientes (Nota: CO2 no participa en la segunda reacción):

Ácido pirúvico → CO2 + acetaldehído + NADH → etanol + NAD +

Fermentación de alcohol: La fermentación del mosto de uva en vino produce CO2 como subproducto. Los tanques de fermentación tienen válvulas para que se libere la presión dentro de los tanques creada por el dióxido de carbono producido.

La primera reacción es catalizada por piruvato descarboxilasa, una enzima citoplasmática, con una coenzima de pirofosfato de tiamina (TPP, derivada de la vitamina B).1 y también llamado tiamina). Un grupo carboxilo se elimina del ácido pirúvico, liberando dióxido de carbono como gas. La pérdida de dióxido de carbono reduce el tamaño de la molécula en un carbono, lo que produce acetaldehído. La segunda reacción es catalizada por alcohol deshidrogenasa para oxidar NADH a NAD + y reducir acetaldehído a etanol.

La fermentación del ácido pirúvico por la levadura produce el etanol que se encuentra en las bebidas alcohólicas. La tolerancia al etanol de la levadura es variable, desde aproximadamente el 5 por ciento al 21 por ciento, dependiendo de la cepa de levadura y las condiciones ambientales.

Otros tipos de fermentación

Diversos organismos utilizan varios métodos de fermentación para asegurar un suministro adecuado de NAD + para el sexto paso de la glucólisis. Sin estas vías, ese paso no ocurriría y no se recolectaría ATP de la descomposición de la glucosa. Otros métodos de fermentación también ocurren en bacterias. Muchos procariotas son facultativamente anaeróbicos. Esto significa que pueden cambiar entre respiración aeróbica y fermentación, dependiendo de la disponibilidad de oxígeno. Ciertos procariotas, como Clostridios, son anaerobios obligados. Los anaerobios obligados viven y crecen en ausencia de oxígeno molecular. El oxígeno es un veneno para estos microorganismos y los mata al exponerlos.

Cabe señalar que todas las formas de fermentación, excepto la fermentación del ácido láctico, producen gas. La producción de tipos particulares de gas se utiliza como indicador de la fermentación de carbohidratos específicos, lo que desempeña un papel en la identificación de laboratorio de las bacterias.


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